脑缺血性中风会导致黏膜抗体反应的改变以及宿主与共生微生物群之间的相互作用发生变化

《Botany》：Cerebral ischaemic stroke results in altered mucosal antibody responses and host-commensal microbiota interactions

IL-1β调控的小鼠模型构建及脑内细胞表达规律研究，通过CRISPR敲入CreER系统实现IL-1β阳性细胞的时空追踪与基因操作，揭示基态下IL-1β主要由脑膜和脑室巨噬细胞表达，炎症刺激后激活微胶质细胞，为神经免疫疾病治疗提供新工具。

　　
本研究团队成功开发出首个可精准追踪与调控脑内IL-1β表达细胞的动物模型，为神经免疫学领域研究提供了突破性工具。该模型通过整合CRISPR-Cas9基因编辑技术与可诱导型 CreER系统，实现了对IL-1β表达细胞的时空特异性标记与干预。研究首先系统梳理了IL-1β在神经免疫调节中的双重作用：一方面作为基础免疫信号分子参与睡眠调控、记忆形成等生理功能，另一方面在炎症状态下通过激活HPA轴、引发 sickness behaviors等机制介导神经退行性病变。传统检测手段因灵敏度不足，难以捕捉正常脑内极微量IL-1β（picograms/mL级别）的动态变化，而基因敲除或抑制策略又可能破坏基础免疫平衡，导致研究结论存在偏差。

为解决这一技术瓶颈，研究团队创新性地构建了IL-1β-TRAP转基因小鼠模型。该模型通过在IL-1β基因第7外显子3'非翻译区精准插入IRES-CreER系统，实现了表达IL-1β的细胞与Cre酶系统的时空耦合。这种设计巧妙地将报告基因（tdTomato）与基因编辑工具（CreER）整合，使得在基础状态下IL-1β阳性细胞仅表达tdTomato荧光，待外源给予 Tamoxifen激活后，荧光信号与IL-1β表达同步增强。这种"待机式"标记系统有效避免了传统转基因模型的持续荧光干扰问题。

实验方法采用多维度验证体系：首先通过反向遗传学手段筛选出8种特异性靶向IL-1β基因的sgRNA，确保编辑精准度；其次利用改进的胚胎干细胞同源重组技术，在保持IL-1β正常表达水平的同时成功插入调控元件；最后通过 crosses 建立复合型转基因小鼠，形成稳定遗传背景。动物实验设计涵盖基础状态检测（如正常睡眠周期观察）、急性炎症模型（LPS静脉注射）、神经损伤模型（重复性闭合头伤）等多场景验证，确保结论的普适性。

核心研究结论揭示IL-1β在脑内分布的动态特征：基础状态下，IL-1β主要富集于脉络丛巨噬细胞（MHCII+和CD206+标记）及脑室壁的单核细胞，形成稳定的免疫微环境。在病理刺激下，IL-1β表达呈现时空特异性变化：外周LPS注射后，脑内IL-1β阳性细胞扩展至小胶质细胞（P2Y12+标记），而中央IL-1β注射则主要激活脉络丛细胞。重复性闭合头伤模型显示，损伤区域及白质投射路径的小胶质细胞显著激活，而神经元IL-1β表达仅见于特定病理阶段。这种动态分布特征解释了为何传统检测手段难以捕捉IL-1β的基础表达，同时为靶向治疗提供了新靶点。

技术突破体现在三方面创新：其一，首次将IRES-CreER系统整合至IL-1β基因第三外显子，通过双顺反子的设计实现基因表达的可控切换，解决了时空特异性标记的技术难题；其二，建立"标记-激活-成像"三位一体分析平台，采用光片显微术与免疫组化联用，可同时解析细胞定位与功能状态；其三，开发标准化操作流程（SOP）确保实验可重复性，包括sgRNA筛选的质谱验证、Tamoxifen给药剂量优化（200-500 μg/kg分两次注射）、荧光信号检测的时序控制（激活后7天成像）等关键步骤。

该模型在多个领域展现出应用潜力：在基础研究方面，可系统解析不同脑区IL-1β表达细胞的亚群特征，建立从分子标记到细胞类型的功能图谱；在疾病模型构建中，通过条件性敲除特定亚群（如脉络丛巨噬细胞或小胶质细胞），可精准研究IL-1β介导的神经炎症机制；在治疗开发方面，结合光遗传学或基因编辑技术，可实现IL-1β阳性细胞的精准干预，为阿尔茨海默病、抑郁症等神经免疫相关疾病提供新型治疗靶点。

研究团队特别强调该模型的"双重检测"优势：在基础状态下，荧光标记可直接显示IL-1β阳性细胞的分布密度与空间构型；在外源激活后，通过比较荧光强度变化与IL-1β蛋白水平，可定量分析不同细胞亚群的功能活性。这种双模式检测既避免了传统免疫组化对低表达样本的漏检，又克服了实时监测技术无法解析基础表达的局限。

后续研究方向建议重点关注三个维度：首先，开发配套的流式细胞术与单细胞测序方案，建立IL-1β阳性细胞亚群的全谱鉴定体系；其次，结合多组学分析（转录组+蛋白质组+代谢组），解析不同刺激条件下IL-1β表达细胞的动态调控网络；最后，探索该模型在人类神经免疫疾病（如自闭症谱系障碍、精神分裂症）中的转化应用潜力，通过类器官模型或脑内移植技术验证其临床适用性。

该研究的最大理论贡献在于重新定义了IL-1β的基础表达模式。传统认知认为IL-1β主要由小胶质细胞分泌，而本实验首次证实脉络丛巨噬细胞是正常脑内IL-1β的主要来源。这种组织特异性表达提示，针对脉络丛免疫微环境的干预可能成为调节神经免疫平衡的新策略。例如，在抑郁症动物模型中，靶向脉络丛巨噬细胞的IL-1β抑制疗法展现出优于全局性抑制的疗效与安全性。

实验设计的严谨性体现在三个关键验证环节：首先通过qPCR与ELISA双重验证IL-1β表达水平与荧光标记的同步性；其次采用CreER特异性调控实验，证明Tamoxifen激活的特异性；最后通过对照实验（如使用dTomato作为阴性对照）排除荧光标记本身对细胞活性的干扰。这些质量控制措施为模型推广奠定了可信基础。

在技术转化层面，研究团队已建立标准化小鼠饲养与实验流程：包括每周两次 Tamoxifen腹腔注射维持稳态表达、荧光信号最佳检测时间窗（激活后7天）、以及多模态成像的标准化操作规程。这些成果已形成可复制的技术模板，为后续研究提供了可移植的实验方案。

值得关注的是，该模型成功解决了长期存在的"细胞标记滞后"问题。传统方法需要依赖长期转基因表达，易导致细胞器功能异常。而本研究所采用的IRES-CreER系统具有显著的时空优势：基础状态下仅表达IL-1β基因，无需额外基因负担；激活后 Cre酶快速切割内含子，使IL-1β基因与荧光报告基因同步表达，最大程度保持细胞原有生理状态。

该研究对神经免疫学领域的影响可从三个层面分析：理论层面，揭示了IL-1β基础表达的"边缘优先"特征（脉络丛→脑室→脑实质），挑战了传统认知中"小胶质细胞主导"的理论；方法层面，建立了基因编辑与活体成像联用的标准化技术体系；应用层面，为开发"精准开关"式神经免疫调节疗法提供了工具支持，这种疗法可根据疾病阶段选择性激活特定免疫细胞。

未来研究可拓展至以下方向：建立基于该模型的神经免疫微环境三维重建系统，结合光遗传学技术解析IL-1β阳性细胞在神经环路中的调控作用；开发条件性激活/失活双功能载体，实现细胞的双向干预；探索该模型在老年认知衰退、自闭症等复杂疾病中的适用性，构建多因素交互作用的研究框架。

该模型的开发标志着神经免疫学研究进入精准调控时代。通过将基因编辑技术、活体成像技术与免疫细胞特异性标记有机结合，研究者首次实现了对脑内IL-1β表达细胞的"可视化追踪-动态调控-功能解析"全链条研究。这种技术范式不仅适用于IL-1β相关研究，更为整个神经免疫学领域提供了可借鉴的解决方案模板。随着后续研究深入，该模型有望在神经退行性疾病治疗、脑肿瘤免疫治疗等领域实现突破性应用。