《Transboundary and Emerging Diseases》：Infection of the Conceptus With African Swine Fever Virus Following Artificial Insemination in Sows: A Pathological Study
非洲猪瘟病毒（African Swine Fever Virus, ASFV）最近已被证实可通过被污染的精液进行人工授精（Artificial Insemination, AI）传播。在本研究中，研究人员开展了一项综合性病理学调查，以评估垂直传播及妊娠体（conceptus）感染情况。共计14头后备母猪经实验性人工授精后，通过临床监测、病毒学分析、大体及组织病理学、免疫组织化学（Immunohistochemistry, IHC），以及联合RNAscope原位杂交（In Situ Hybridization, ISH）和免疫荧光技术对病毒抗原和核酸进行定位，并对感染细胞群体进行特征分析。研究结果证实了ASFV对妊娠体的感染，支持垂直传播的可能性。病毒抗原和核酸在妊娠体多个组织中广泛分布，表明存在系统性感染。感染模式表现出显著的异质性，不同动物之间以及同一子宫内不同妊娠体之间，病毒载量、形态学和抗原检测均存在差异。大体检查显示子宫发生改变，包括充血、水肿和宫腔内液体积聚，常与胚胎丢失或胚外膜残余相关。在雌性生殖道中，病毒抗原在多个腔室中被检测到，包括卵巢、子宫、子宫颈和阴道。值得注意的是，病毒抗原在母体或胎儿腔室中分别被检测到，但并非同时出现，这表明感染具有时间动态性和空间差异性，提示母体至妊娠体可能存在多种传播途径。胎儿组织中的共定位研究揭示，ASFV感染细胞包括表达巨噬细胞相关标志物（如CD163和Iba-1）的细胞亚群，而相当比例的感染细胞无法进行表型鉴定，表明ASFV具有更广泛且尚未完全明确的细胞嗜性。综上所述，这些发现为早期妊娠期间ASFV传播生物学和致病机制提供了新的见解，并凸显了母体至妊娠体传播的复杂性，有必要对母胎界面的感染动态以及胎儿靶细胞群体的身份进行深入探究。
非洲猪瘟（African Swine Fever, ASF）是由非洲猪瘟病毒（African Swine Fever Virus, ASFV）引起的系统性出血性法定报告动物疫病，已对全球家猪产业和野猪种群造成严重威胁。ASFV是Asfarviridae科的唯一代表成员。在非洲的森林循环之外，ASFV主要通过直接或间接接触传播。被污染的血液以及具有传染性的分泌物和排泄物（如唾液、尿液和粪便）是水平传播的重要来源。传播主要经口鼻途径发生，而气溶胶传播被认为重要性较低。除了这些已确立的传播途径外，生殖途径在ASFV传播中的作用直到最近才受到关注。
人工授精（Artificial Insemination, AI）在现代养猪业中被广泛应用，是遗传 dissemination 的高效工具。然而，如果使用被污染的精液，也可能促进感染因子长距离传播。Friedrichs等人最近的研究证实，ASFV可通过人工授精感染的精液传播。
在该实验研究中，成年公猪经肌肉内（Intramuscular, i.m.）接种中等毒力的ASFV毒株"Estonia 2014"。使用ASFV阳性精液进行人工授精后，大部分后备母猪直接感染，其余动物极可能通过接触感染。所有动物随后均出现临床疾病。多数动物确认妊娠。值得注意的是，病毒基因组和传染性病毒不仅在被授精的后备母猪中检测到，还在其妊娠体（包括流产胚胎和植入胎儿）中检出，提示从母猪到妊娠体的高效传播。
关于ASFV垂直传播或经胎盘传播的证据，此前在田间条件及实验设定中均有报道。然而，这些研究主要依赖病毒学检测方法，且仅报告了胎儿组织中有限的病毒基因组检出。因此，胎儿感染的病理特征、母体生殖道和妊娠体内病毒抗原的分布，以及感染细胞群体的身份仍不清楚。特别是，尚不清楚哪些细胞类型支持妊娠早期病毒复制，以及母体感染与胎儿感染之间的关联。
在此背景下，本研究作为后续研究，对经污染精液人工授精的后备母猪进行了ASFV感染的综合性病理学调查。重点研究雌性生殖道和妊娠体，包括评估大体和组织形态学病变、定位病毒抗原和核酸、以及特征分析感染细胞群体。该方法旨在为垂直传播机制和妊娠早期ASFV致病机制的深入了解提供依据。
该研究遵循德国现行动物福利法规，经主管机构（梅克伦堡-前波美拉尼亚州农业、食品安全和渔业局 [LALLF M-V]）批准，参考编号7221.3-1-071/21。
研究样本来自一项近期发表的关于ASFV经人工授精传播给母猪的研究。这些样本被用于详细的病理形态学分析，以追踪病毒从母猪到后代的传播。
实验设计细节可参阅近期发表的关于感染公猪到后备母猪经人工授精传播ASFV的研究。简言之，4头成熟公猪（Sus scrofa domesticus）成功经肌肉内接种含有1×10
4血吸附单位50%（HAU
50）的ASFV毒株"Estonia 2014"（基因型II型）脾悬液。感染公猪在接种后第4天和第5天采集的精液用于14头后备母猪（耳标号#530、#533、#534、#536、#539、#567、#576、#610、#614、#627、#630、#635、#646和#654）的标准人工授精。这14头后备母猪饲养于两个独立圈栏（栏1和栏2）中，出于管理、动物福利和生物安全考虑。两个圈栏均位于同一高等级生物安全设施的稳定单元内。分配至圈栏在授精前完成，所有动物接受相同的感染方案。因此，圈栏不代表不同的实验处理组，而是具有独立接触网络的饲养单元。14头母猪中10头被授精两次，其余（#536、#610、#627和#630）仅授精一次。人工授精使用从所有4头ASFV感染公猪采集的混合精液。由于成功的人工授精依赖于母猪配合度和适当的发情行为，并非所有动物都能按原计划进行两次授精，这可能引入一定的暴露变异性，但反映了实际生产中的典型情况，并在感染和胎儿结果的解释中予以考虑。试验期间，所有动物每日按照Mittelholzer等人发表的方案进行评分，略有修改。动物达到人道终点（临床评分15分）或出现其他不可耐受状况时被人道处死。实验结束时间设定为授精后35天，两头母猪按计划于授精后9天退出实验，以调查感染后病理表现的早期阶段。该时间点选择用于评估高病毒血症期和早期全身病毒扩散阶段的初始病理变化。
为评估ASFV基因组载量和传染性病毒的存在，在尸检时从所有后备母猪采集了广泛的组织样本，包括血液、扁桃体、下颌淋巴结（mandibular lymph node, mnLN）、肺、肾、脾、肝、胃肝淋巴结（gastrohepatic lymph node, ghLN）、腹股沟淋巴结（inguinal lymph node, ingLN）、腘淋巴结（popliteal lymph node, pLN），以及雌性生殖道样本（前庭、阴道、子宫颈、子宫、输卵管和卵巢）。此外，采集了所有可获取的流产妊娠体，以及#533号后备母猪（维持妊娠至实验结束，授精后36天）的妊娠体。组织样本使用TissueLyzer II（Qiagen）配合金属珠在无菌1×PBS中匀浆。妊娠体在无菌条件下经PBS反复洗涤后匀浆处理。流产妊娠体来自#627、#639和#654号后备母猪。
病毒基因组检测采用定量PCR（qPCR）方法。从100 μL全血或组织匀浆中提取DNA，使用NucleoMag VET试剂盒（Macherey-Nagel）在KingFisher 96 Flex系统（Thermo Fisher Scientific）上按说明书操作。所有提取反应均包含试剂盒提供的内对照。定量PCR使用virotype ASFV PCR试剂盒（Indical）在CFX96实时PCR系统（Bio-Rad）上进行。由于预期妊娠体组织中病毒基因组载量较低，对这些样本采用了报道中对该基质具有更高分析灵敏度的qPCR检测方法；而母体血液和器官组织则采用标准、广泛使用的检测方法。因此，对妊娠体使用VetMax ASFV检测试剂盒（ThermoFisher）。数据分析使用GraphPad Prism 9（GraphPad Software Inc.）进行。
传染性ASFV颗粒的检测通过血吸附试验（Hemadsorption Test, HAT）进行。首先将外周血单核细胞接种于24孔板，加入2 ng/mL重组集落刺激因子2（Colony-Stimulating Factor 2, CSF2）诱导分化为巨噬细胞。随后，将100 μL组织匀浆加入已分化巨噬细胞中。孵育72小时后，平板置于-80°C至少24小时以确保完全冷冻和细胞裂解。所得上清液随后通过HAT检测传染性ASFV。每个盲传样本（n=2个技术重复）在HAT中四重分析（n=4个孔）。结果分类为阴性（-，所有孔均为阴性）或阳性（+，至少一个孔出现玫瑰花结）。
所有动物均进行尸检。大体病变评分按照Galindo-Cardiel等人发表的方案及近期发表的修改进行。病理改变按序数量表从0到3分评估（正常[0]、轻度[1]、中度[2]或重度[3]）。器官样本（肺、肝、脾、ghLN、肾、卵巢、输卵管、子宫体、子宫颈、阴道、前庭以及可获取的妊娠体）在10%中性缓冲福尔马林中固定至少3周。
固定组织样本经石蜡包埋、2-3 μm切片、苏木精-伊红（Hematoxylin and Eosin, H&E）染色。在没有专门阴性对照组的情况下，病变解释仅限于与病毒抗原检测空间相关的病变，以确保特异性并避免非特异性发现的过度解释。
连续切片用于ASFV抗原检测的免疫组织化学。使用兔多克隆抗ASFV p72抗体。免疫组织化学染色采用亲和素-生物素-过氧化物酶复合物（Avidin-Biotin-Peroxidase Complex, ABC）法。
为特征分析ASFV感染的靶细胞，使用联合RNAscope原位杂交和免疫荧光或连续切片双免疫荧光标记进行共定位研究。RNAscope使用RNAscope 2.5 HD试剂盒-红色（Advanced Cell Diagnostics）按说明书操作。使用针对ASFV p72核酸（p72 mRNA和基因组DNA）的定制探针。包含阳性（PPIB）和阴性（DapB）对照探针以验证检测性能和特异性。
联合RNAscope和免疫荧光中，完成杂交方案后进行免疫荧光染色。此外，进行双免疫荧光染色以评估ASFV p72蛋白与选定细胞标志物的共定位。
RNAscope处理后，切片在PBS中洗涤，使用0.25% Triton X-100和0.2%明胶在室温（Room Temperature, RT）下透化10分钟。随后用5%牛血清白蛋白（Bovine Serum Albumin, BSA）在室温下封闭60分钟，然后在4°C下用1% BSA稀释的一抗（见原始文献表2）过夜孵育。洗涤后，切片在室温避光条件下与1% BSA稀释的荧光染料标记二抗孵育1小时。根据一抗不同，使用山羊抗兔Alexa Fluor 488（Invitrogen；1:1000）或驴抗大鼠Alexa Fluor 488（Jackson ImmunoResearch；1:200）。细胞核用Hoechst复染（1:20,000于PBS中，5分钟，避光）。为减少背景荧光，切片用10 mM硫酸铜和50 mM氯化铵的避光溶液处理，经去离子水冲洗后，使用Immu-Mount封片。所有切片通过荧光显微镜检查。
临床疾病进展已在前期研究中详细描述。简言之，经ASFV污染精液人工授精后，后备母猪出现ASFV感染的典型症状，包括发热、嗜睡、食欲减退和皮肤变色。两栏之间观察到感染动态差异，栏2动物临床症状出现延迟。所有后备母猪在人工授精后7天进行血液qPCR检测，结果显示除#533外均通过人工授精成功感染，而栏2仅#610成功感染。人工授精后7天血液qPCR阴性的所有后备母猪（包括#533）最终从感染栏友处获得病毒，与经人工授精直接感染的动物相比，表现出延迟的感染动力学。#536因急性肺衰竭于第17天处死。#539和#567于第9天处死，以允许高病毒血症期器官病理学评估（临床评分分别为4和8.5）。#627于授精后26天开始出现临床症状，第33天达到人道终点，累积评分14.5分。大多数后备母猪在发热后出现流产或妊娠体吸收。相反，#533维持妊娠至实验结束（授精后36天），而#530无妊娠体植入证据。
详细病毒学结果此前已发表。简言之，ASFV基因组在所有受检感染后备母猪器官中均可检测到，栏间无主要差异。相比之下，妊娠体相关发现存在异质性。流产妊娠体显示可变的病毒基因组载量，而#533的妊娠体在同一子宫内表现出显著差异：形态学改变的妊娠体qPCR和病毒分离强阳性，而外观健康的同窝妊娠体为阴性。传染性病毒在雌性生殖道中持续检测到，包括阴道、子宫颈、子宫和输卵管，以及大多数卵巢样本中。妊娠体的病毒分离结果与qPCR结果一致，仅高阳性样本分离到传染性病毒。
所有后备母猪无论处死时间和临床症状严重程度，均显示ASFV特征性病理改变。这些改变主要包括不同程度的腹水、针尖状肾出血、淋巴结出血和肿大，以及肺实变。除生殖器官外， lesions见原始文献图3。此外，5头后备母猪（#627、#614、#635、#630和#654）观察到多发肾梗死，1头动物（#534）诊断严重黄疸。这两项发现未纳入大体病变评分。
无论处死日期，除#530外所有后备母猪均存在黄体。卵巢和输卵管始终无病变。子宫大体检查特别关注妊娠体及相关膜的存在。在#536、#534、#533、#614和#654中识别出妊娠体或胚外膜残余，而#627的流产妊娠体在栏内回收。在#536、#534和#533中，观察到完整妊娠体以及灰褐色膜状残余，而在#614和#654中仅残留胎儿膜。大多数后备母猪显示子宫改变，包括子宫内膜充血和出血，以及子宫壁水肿。因严重疾病处死的动物（#536、#534和#627）子宫腔内含大量液体。#534尤为特殊，显示化脓性渗出物混合胚外膜残余。此外，子宫腔常含不同退化阶段的胚外膜残余，以及包裹死亡妊娠体的完整胚外膜。阴道改变（包括充血和出血）在两头动物（#567和#646）中观察到。
仅#533的妊娠体可进行大体评估。胎儿冠臀长范围1.0-3.8 cm。生长受限的妊娠体（<3.6 cm）表现羊膜囊点状出血、淤斑或弥漫性发红，而较大、发育正常的妊娠体无大体异常。
ASFV抗原在#539、#567、#536、#627和#530中检测到，其余个体均为阴性。病毒抗原量各异。虽然肺、脾和淋巴结中检出丰富的抗原阳性细胞，雌性生殖道亦受影响。雌性生殖器官中，高数量抗原阳性细胞见于卵巢和子宫，特别是授精后第9天检查的#539和#567。相反，子宫颈、阴道和前庭通常显示较低数量的抗原阳性细胞。
更详细的生殖道抗原定位概述见原始文献表5。抗原阳性细胞见于黄体和卵巢基质、输卵管内皮和血管壁、子宫内膜基质、黏膜上皮和子宫血管壁。子宫颈和阴道中，抗原存在于基质和上皮腔室，子宫颈腔内细胞碎屑中亦有额外检测。前庭中，抗原见于基质和上皮腔室以及黏膜相关淋巴组织（Mucosa-Associated Lymphoid Tissue, MALT）。
#536、#627和#530中，仅在单个器官（包括肺、脾或淋巴结）中检出少量抗原。#627中仅在卵巢检出阳性细胞，而#530中抗原局限于子宫颈。#534和#533的所有器官（包括生殖道）均为阴性。
尽管所有受检母体组织ASFV抗原阴性，#534和#533的几个大体改变妊娠体表现出大量分布于妊娠体组织的病毒抗原。免疫组织化学显示妊娠体广泛抗原阳性细胞，表明胎儿系统性感染，多个器官系统中均存在播散的抗原阳性细胞。相反，抗原阳性动物#536和#627的妊娠体为阴性。
#534（授精后20天）和#533（授精后35天）检测到胚外/胎儿膜残余。对#533母猪母胎界面的详细检查显示，病毒抗原仅存在于胎儿侧。抗原阳性细胞局限于胎儿胎盘间充质，而母体腔室未检测到抗原。#534中，抗原阳性细胞同样在胎儿腔室检测到。母体侧存在但已脱离且抗原阴性。
联合RNAscope原位杂交检测ASFV p72核酸信号和免疫荧光或双免疫荧光标记在雌性生殖道和妊娠体中进行，以进一步特征分析感染细胞。共定位分析结果总结于原始文献表6。
卵巢和子宫中，ASFV p72 jewelry colocalized与Iba-1阳性细胞。与抑制素-α表达颗粒细胞的共定位在一头动物（#627）的卵巢中观察到，而在#539和#567中未观察到。未检测到与MAC387或CD68的特异性共定位，SOX2和vimentin在这些组织中未检测。重要的是，并非所有ASFV阳性细胞均与Iba-1或抑制素-α共定位，提示ASFV感染的细胞类型-airos比本研究所用标志物检测范围更广。
妊娠体中，p72核酸与CD163阳性细胞共定位，而与Iba-1的共定位有限。未检测到与MAC387、CD68或SOX2的特异性共定位。感染胎儿组织中观察到vimentin的少量共定位。重要的是，与CD163、Iba-1或vimentin的共定位仅限于ASFV阳性细胞的亚群。相当比例的p72阳性细胞不表达任何受检标志物。
对ASFV抗原贯穿雌性生殖道检测的两头母猪（#539和#567）进行了更详细的组织形态学改变检查。卵巢和输卵管尽管标志抗原检测，但无病理组织学改变。子宫中，子宫内膜下基质存在血管充血和轻度多灶性淋巴组织细胞浸润，主要定位周围血管分布，偶尔伴随周围血管单细胞坏死/凋亡。这些病变在#539中更明显；然而，两头动物中病变均与病毒抗原相关。阴道中病变明显较轻，局限于少数局灶区域。
#534的妊娠体因进展自溶未进行组织病理学评估。#533的妊娠体中也存在自溶改变，妨碍了可靠评估。
讨论部分，研究人员首先指出本研究提供了ASFV经人工授精从母猪传播至妊娠体的病理学证据，与Friedrichs等人前期发表的病毒学数据相互支持。通过联合临床监测、病毒学分析、组织病理学、病毒核酸和抗原检测，研究人员证实即使母体组织未检测到病毒抗原时，胎儿感染仍可存在。此外，ASFV对妊娠体的感染具有高度异质性，不仅在不同动物之间，同一子宫来源的妊娠体之间也存在形态学、病毒基因组载量和抗原检测的变异性。
研究人员强调，早期证据表明ASFV可存在于精液中，而本研究与前期数据共同证明，经污染精液人工授精不仅可导致后备母猪系统性感染，还可引起妊娠体的播散性感染。这些观察结果使用中等毒力的ASFV毒株Estonia 2014获得。该毒株延长的临床病程使得妊娠得以建立和进展，并允许回收妊娠体和生殖组织进行病理学调查。相比之下，高毒力ASFV毒株感染可能导致疾病快速进展和早期安乐死，大大限制调查母胎传播和妊娠体病理的机会。
一个重要发现是，尽管部分动物母体组织未检测到ASFV抗原，但妊娠体中仍存在丰富的病毒抗原和病毒核酸信号。需要注意的是，RNAscope探针可检测ASFV基因组DNA和病毒mRNA，因此观察到的信号不能单独解释为主动病毒转录的证据。重要的是，早期安乐死的动物在生殖道（包括子宫和卵巢）内显示明确的ASFV抗原阳性。这种明显的差异可能反映ASFV感染的时间动态，而非母体感染的真实缺失。可以推测，母体病毒复制在较早时间点于生殖道内暂时性或局限性发生，随后被清除；而病毒在妊娠体组织中持续存在或广泛复制。
值得注意的是，母体ASFV抗原阳性并不总是伴随妊娠体感染：部分抗原阳性母猪的所有采样妊娠体均未检测到病毒抗原。这与前期对爱沙尼亚ASFV毒株感染妊娠迷你猪的观察一致，其中母体感染未导致早期至中期妊娠胎儿的可检测感染。这与猪繁殖与呼吸综合征病毒（Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus, PRRSV）感染形成对比，后者病毒抗原通常在母体和胎儿腔室中同时检测到，特别是在妊娠后期。
母体与胎儿病毒抗原检测分离的机制尚不清楚。研究人员考虑了多种潜在的母胎ASFV传播途径，包括：短暂母体病毒血症期间的血液传播，随后经胎盘传播；人工授精后雌性生殖道内局部病毒复制导致母胎界面感染；以及植入前极早期妊娠体的感染。基于现有文献，卵母细胞的直接感染似乎不太可能。其他猪病毒的研究支持这一观点，如PRRSV和猪圆环病毒2型（Porcine Circovirus Type 2, PCV2）可在生殖组织中检测到，但未在卵母细胞中发现。相反，受精后胚胎细胞的病毒复制是可能的，并已在PCV2和古典猪瘟病毒等其他猪病毒中证实。
与其他猪病毒类似，本研究中胎儿感染具有高度异质性。在#533母猪中，生长受限和形态学改变的妊娠体通过qPCR、病毒分离和抗原检测呈ASFV强阳性，而同一子宫内外观健康的同窝妊娠体为病毒阴性。这种宫内异质性表明，ASFV向妊娠体的传播不均匀，可能依赖于局部因素，如植入部位、胎盘发育或母胎界面的微环境差异。PRRSV也有类似报道，尽管母体暴露均匀，胎儿结果仍表现出抗性、耐受性或易感性的差异。然而，PRRSV相关胎儿死亡主要发生在妊娠后期，而本研究仅获得早期妊娠体。母胎界面的靶细胞可用性、局部病毒诱导的组织损伤以及胎盘发育差异等因素可能导致观察到的异质性感染模式。
ASFV抗原和病毒核酸信号在感染妊娠体的所有受检组织中广泛分布，表明系统性感染和快速病毒扩散。尽管感染广泛，但自溶改变存在于大多数组织中，妨碍了ASFV相关病变的可靠评估。
由于单核细胞和巨噬细胞被认为是成年猪中ASFV的主要靶细胞，研究人员采用已建立的一系列髓系和巨噬细胞标志物来特征化感染胎儿细胞。ASFV p72与CD163和Iba-1在一部分感染胎儿细胞中共定位，而髓系标志物MAC387或CD68未显示特异性染色。此外，SOX2染色未产生可检测信号，vimentin共定位仅在少量感染细胞中观察到。值得注意的是，大多数ASFV阳性细胞未与任何受检标志物共定位，表明相当比例的感染细胞无法进行表型鉴定。这些发现与PRRSV感染形成对比，后者CD163
+巨噬细胞是主要靶细胞群体，且CD163是病毒进入的关键受体。本研究中，CD163表达仅限于部分感染细胞，提示早期妊娠体中ASFV具有更广泛或不同的细胞嗜性。这可能反映胚胎或胎儿细胞的不成熟分化状态，或存在尚未特征化的靶细胞群体。
ASFV感染在雌性生殖道多个腔室中明显存在，包括阴道、子宫颈、子宫、输卵管和卵巢。前期关于ASFV存在于雌性生殖道的证据基于qPCR检测和病毒分离，而本研究将病毒抗原定位于确定的解剖结构。授精后早期检测到病毒抗原支持以下概念：雌性生殖道是经精液暴露后局部病毒复制的位点。
卵巢和子宫中，ASFV p72与Iba-1阳性细胞共定位，表明单核/巨噬细胞谱系细胞感染。然而，相当比例的ASFV阳性细胞（特别是黄体中的较大细胞）缺乏Iba-1表达，提示感染不限于经典巨噬细胞群体。值得注意的是，在一头动物卵巢中观察到与抑制素-α表达颗粒细胞的共定位，表明ASFV也可感染非髓系细胞群体。PRRSV也有类似发现，病毒抗原和RNA在巨噬细胞和颗粒细胞层中均有检测到。仅单个动物中检测到抑制素-α可能反映颗粒细胞的周期性表达。颗粒细胞感染可能对卵泡发育、黄体维持和激素调节产生功能影响，可能独立于胎儿感染导致繁殖失败。
母胎界面病毒抗原局限于胎儿腔室的发现表明，在检查时间点，病毒复制主要局限于胎儿组织，而母体侧未感染或已清除病毒。这一观察可能表明猪胎盘屏障在感染后期限制病毒向母体组织扩散。相反，临床病程显示繁殖失败与系统性母体疾病密切相关。大多数后备母猪发热发作与流产或胚胎吸收一致，提示母体疾病进展而非单纯局部胎盘感染是妊娠丢失的关键驱动因素。
本研究存在若干局限性。动物数量和可评估妊娠体数量有限，且进展性自溶妨碍了妊娠体组织的组织病理学评估。此外，采样限于确定的时间点，限制了对母体感染和胎儿暴露精确时间序列的结论。特别是，无法确定未检测到病毒抗原反映的是感染的真实缺失，还是母胎界面先前感染后病毒清除。需要围植入期（约授精后12-28天）的动力学研究来直接评估母胎界面的病毒动态。此外，使用现有标志物面板无法最终确定感染胎儿靶细胞的身份。未来研究包括多个妊娠阶段，可能在细胞分化更充分后，为ASFV致病机制提供进一步见解，并有助于识别胎儿靶细胞群体。
研究结论部分翻译如下：本研究提供了与经污染精液人工授精后ASFV母胎传播一致的病理学证据。ASFV对妊娠体的感染广泛但高度异质性，即使后期时间点未检测到母体抗原时仍可发生，这与时间动态性感染动力学一致。妊娠体多种组织中病毒抗原和核酸的检测表明存在系统性感染，而经典巨噬细胞标志物对感染细胞的有限特征化提示早期发育中存在更广泛且尚未明确的细胞嗜性。雌性生殖道中病毒抗原的定位支持局部病毒复制可能发生的概念，并可能代表妊娠早期感染妊娠体的病毒来源。综上所述，这些发现凸显了妊娠早期ASFV传播和致病机制的复杂性，提示母体至妊娠体传播可能涉及多种途径。需要进一步研究以阐明母胎界面的感染动态，并识别胎儿靶细胞群体。
