陶农建教授Nature子刊活细胞蛋白质分析新技术

　　

生物通报道  装饰人类细胞表面的蛋白质执行着一系列的基本功能，包括细胞信号传导、通讯以及将重要物质运输进出细胞。它们是药物递送极其重要的靶点，许多的蛋白现在被确定为疾病的生物标记物，作为癌症和其他疾病症状出现前的预警指示标。

尽管研究膜蛋白的结合特性是必要的，但想媳妇恩熙这些复杂的实体却是非常棘手的。现在来自美国亚利桑那州立大学生物设计研究院生物电子学和生物传感器中心主任、电子工程学教授陶农建开发了一种新技术可用于检测膜蛋白的结合动力学。

陶农建表示：“这是一个非常重要但又很难解决的问题。我们证实一种新方法可解决这一问题，提供了对细胞表面上蛋白质互作的定量分析。”

这一称作SPR显微镜的技术有可能简化膜蛋白研究，从而线性化新药的开发，协助鉴别诊断标记物，促进对于细胞-病原体相互作用的理解。

该研究小组的研究结果发表在本周的《自然化学》（Nature Chemistry.）网络版上。

一般情况下，附着或嵌入细胞膜脂质双分子层的蛋白质或是采用荧光标记物标记，或是从所在位置抽提、纯化出它们，并固定到蛋白质芯片的玻璃表面上。这些努力或许都不能准确反映天然的构象和功能。

膜蛋白的结构复杂，它的精细性能往往与构象改变以及运作时特殊的结合动力学有关。现有采用荧光标记物的技术已被应用于精确定点结合事件，但这些只能允许在蛋白质结合前后可视化蛋白质，而遗漏了随时间的动态过程演变。此外，利用荧光标记来标记蛋白质分子可能会干扰研究人员希望观察的过程。

其他的，抽提、纯化并将蛋白质附着到微阵列芯片上——这一从蛋白质天然环境中移动它们的劳动密集型过程，有可能会影响它们原位自然呈现的形状或改变蛋白质的功能。

在当前的研究中，一种无标记成像技术原位应用于膜蛋白，采用一种称为表面等离子谐振 ( Surface Plasmon Resonance,SPR )的特性来可视化膜蛋白。当偏振光碰撞覆盖薄金属黄金膜的载玻片表面时就会发生这一效应。在适当的波长、偏振和入射角条件下，金属膜中的自由电子吸收入射光子，将它们转换为等离子波，就像波在水中一样传送。

当包括膜蛋白在内纳米级现象相互作用并破坏等离子波时，它们引起了可测量的光反射率改变，新的显微镜方法可将其转换为图像。

表面等离子谐振过去被用于抽提蛋白质研究结合动态，可是陶农建解释说这需要许多的步骤，且蛋白质有可能丧失它们特有的构象特征。对于通常嵌入在细胞膜脂类基质中的蛋白质尤其是如此。

研究膜蛋白另一个重要的考虑因素就是它们会跨过膜表面混杂排列，在各种细胞活动中改变它们的分布。这种行为在称作趋化作用的过程中尤其重要，这时细胞是在周围环境化学物质影响下指导它们的运动。出于这一原因，允许实时从空间和时间上研究膜蛋白分布的工具是非常合乎需要的。

陶农建的方法采用表面等离子谐振提供高分辨率的空间和时间信息，也允许同时光学和荧光观察样本，结合了标记和飞镖机方法两者的优点。

高分辨率证实对观察偏振膜蛋白自我重排的方式尤其有用。这一现象协助了周围化学物质指导的细胞迁移，还在免疫识别过程中起重要作用。采用SPR显微镜，利用一种趋化剂诱导细胞迁移，趋化作用过程中单细胞膜蛋白的空间分布首次被详细绘制。

研究的细胞直接在黄金覆盖的玻片上培育，可同时经受明视野、荧光和SPR成像。包含结合配体的液体随后用在细胞上，用SPR监控与细胞表面蛋白的结合事件。

这一技术允许对毫秒分辨短暂事件，亚微米级分析空间分布。在当前的研究中，该方法检测了膜糖蛋白与凝集素配体的结合，膜受体分子的空间分布，以及膜蛋白偏振和再分布事件。

新方法的多用途使得可以光学、荧光和SPR模式同时成像，保证在天然状态下显著扩展膜蛋白研究，提高对蛋白结合动力学的认识，加速靶向膜蛋白药物的开发。

陶农建强调这一技术更密切接近体内条件，提供了有用的窗口进入与健康和疾病相关的生物学过程。“来自人类不同组织的细胞是不同的，但至少我们能够从一个载玻片表面系统移动到真实的细胞表面。”

（生物通：何嫱）

生物通推荐原文摘要：

Label-free measuring and mapping of binding kinetics of membrane proteins in single living cells

Membrane proteins mediate a variety of cellular responses to extracellular signals. Although membrane proteins are studied intensively for their values as disease biomarkers and therapeutic targets, in situ investigation of the binding kinetics of membrane proteins with their ligands has been a challenge. Traditional approaches isolate membrane proteins and then study them ex situ, which does not reflect accurately their native structures and functions. We present a label-free plasmonic microscopy method to map the local binding kinetics of membrane proteins in their native environment. This analytical method can perform simultaneous plasmonic and fluorescence imaging, and thus make it possible to combine the strengths of both label-based and label-free techniques in one system. Using this method, we determined the distribution of membrane proteins on the surface of single cells and the local binding kinetic constants of different membrane proteins. Furthermore, we studied the polarization of the membrane proteins on the cell surface during chemotaxis.