Nature子刊:黄行许教授解决基因组编辑的脱靶问题

【字体: 时间:2014年03月04日 来源:生物通

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  南京大学和Wellcome Trust Sanger研究所的研究人员发现,将Cas9 mRNA和sgRNA注射到小鼠胚胎后会引起脱靶突变。随后他们利用Cas9切刻酶进行了活体基因组编辑,成功将这种脱靶效应最小化。这项研究于三月二日发表在Nature Methods杂志的网站上,通讯作者是南京大学模式动物研究所的黄行许教授,和Wellcome Trust Sanger研究所的William C Skarnes。

  

生物通报道:规律成簇的间隔短回文重复CRISPR与内切酶Cas9的组合,原本是细菌抵御病毒的重要武器,现在这一组合已经成为了一个通用工具,被用于在真核生物中进行位点特异性的基因组修饰。

引导RNAsgRNA)是一段与目标DNA片段匹配的短RNA,它负责指导CRISPR-Cas9DNA剪切活性。人们发现,引入多个sgRNA可以同时修饰多个基因。CRISPR-Cas9在基因工程领域拥有巨大的应用潜力,吸引了众多科学家的注意。

然而最近有研究显示,在体外培养的细胞中,CRISPR-Cas9会在相关位点引入不容忽视的脱靶突变。如果DNA片段与目标片段的差异在五个核苷酸以下,就会出现脱靶效应。这一问题大大限制了该技术在临床上的应用。

南京大学和Wellcome Trust Sanger研究所的研究人员发现,将Cas9 mRNAsgRNA注射到小鼠胚胎后会引起脱靶突变。随后他们利用Cas9切刻酶进行了活体基因组编辑,成功将这种脱靶效应最小化。这项研究于三月二日发表在Nature Methods杂志的网站上,通讯作者是南京大学模式动物研究所的黄行许教授,和Wellcome Trust Sanger研究所的William C Skarnes。黄行许教授还利用这一技术,对孪生的食蟹猴进行了精确的基因编辑,文章发表在130日的Cell杂志上。

研究人员通过Cas9切刻酶进行基因组编辑之后,又利用Ion Torrent公司的PGM测序仪,在小鼠胚胎和体外培养的细胞中,对已知的脱靶位点进行了深度测序。结果他们并未在这些位点发现Cas9切刻酶引入的脱靶突变。

研究显示,锌指结构的核酸酶(Cas9切刻酶)可以有效改善整个CRISPR-Cas9系统的特异性。文章解释道,因为基因组DNA中的切口可以被内源的修复通路校正,所以Cas9切刻酶对基因组的危害非常小。研究人员指出,上述技术可以用来对任何模式生物或细胞模型进行基因组编辑。

                                  索取Ion Torrent PGM测序仪的最新资料

作者简介:

黄行许:遗传学教授、博士生导师

Emailhuangxx@nicemice.cn ; xingxuhuang@nju.edu.cn

学习经历:1995年,华南农业大学,胚胎组织学硕士;1998年,广州军医大,胚胎组织学博士;1998.9-2000.8,中科大生物物理所国家生物高分子实验室,分子生物学博士后研究;2000.8-2001.2Houston大学,Anderson Cancer Research Center,细胞肿瘤学博士后研究;2001.2-2006.8Department of Molecular Physiology and Biophysics, Baylor College of Medicine, 分子遗传学博士后研究。

研究兴趣:1、建立不同基因工程小鼠模型研究配子发生的调控; 2、结合利用同源重组技术、锌指蛋白酶技术、RNA干扰技术、iPS技术进行不同动物的基因组改造。

 

生物通编辑:叶予

生物通推荐原文摘要:

Efficient genome modification by CRISPR-Cas9 nickase with minimal off-target effects

Bacterial RNA–directed Cas9 endonuclease is a versatile tool for site-specific genome modification in eukaryotes. Co-microinjection of mouse embryos with Cas9 mRNA and single guide RNAs induces on-target and off-target mutations that are transmissible to offspring. However, Cas9 nickase can be used to efficiently mutate genes without detectable damage at known off-target sites. This method is applicable for genome editing of any model organism and minimizes confounding problems of off-target mutations.

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