腺相关病毒（AAV）在动物实验中的应用

腺相关病毒血清型众多（12种），不同血清型对不同组织亲和性不同，因此在具体科学研究中，以下问题往往困扰着广大科研工作者：选择何种血清型？如何注射？注射多少病毒？注射部位如何选择？注射多久检测？本文就常见的注射部位和方法做一个简单的归纳，希望能够为大家提供一个概念和思路。

腺相关病毒属于微小病毒科(parvovirus)，为无包膜的单链线状DNA病毒，基因组大小约4.7kb。利用腺相关病毒可以将外源基因转入动物组织和细胞中，具有安全性高、免疫原性低、宿主范围广、表达稳定等多种优点，广泛应用于动物体内研究。

腺相关病毒血清型众多（12种），不同血清型对不同组织亲和性不同，因此在具体科学研究中，以下问题往往困扰着广大科研工作者：选择何种血清型？如何注射？注射多少病毒？注射部位如何选择？注射多久检测？本文就常见的注射部位（大脑、视网膜、肝脏、心脏和动脉、肺脏、肾脏、肌肉、肠）和方法做一个简单的归纳，希望能够为大家提供一个概念和思路。

一、大脑

大脑组织常用血清型有AAV1，AAV2，AAV5，AAV8和AAV9，其中神经组织常见的血清型有AAV2，AAV5和AAV8。对大脑组织而言，AAV5应用范围更广，AAV8更有效（值得注意的是，在猴子的神经组织中，AAV5更有效）。从作用效果上看，AAV8大于AAV1。

针对大脑组织不同部位，AAV不同血清型靶向性有所差异：
1） 海马组织：AAV9比AAV8更有效；
2） 神经组织不同的细胞，不同血清型靶向性不同：如神经元常用的血清型有AAV1、AAV2、AAV5和AAV9；星形胶质细胞和少突胶质细胞常用的血清型有AAV1和AAV5。

总体而言，在所有组织中，AAV2适用性最广并在脑部组织也有所体现，例如其可以达到大脑组织75%的区域。AAV2、AAV5、AAV8和AAV9也比较常见，应根据不同组织进一步慎重选择，在此介绍几种特例：

1、肠神经系统(Enteric Nervous System ENS)，是由神经细胞组成的复杂网络，遍布整个肠胃消化管道。其神经元的数量和脊髓相当(约1亿个神经细胞)。该神经系统在人体躯干下部，属于迷走神经，以薄层的形式分布于消化肌之间，调节消化。常用AAV5、AAV6、AAV8 和 AAV9。AAV6对肠神经胶质和神经元有一定的靶向性。注射部位可以选择降结肠，注射量和滴度： 滴度为1.3 × 1012GC/ml的病毒注射5 μl即可，检测时间：注射后2周开始表达，2-6周均有检测。

2、脑组织常见的血清型为AAV9，注射方法：左心室注射或者侧脑室注射，注射剂量和滴度：选择滴度为0.5–4.0 × 1011GC/ml的病毒液，稀释成100μl，注射两周之后（14d）开始检测。下图为一些脑部组织注射情况：

Fig1. Transduction and phenotyping of transduced cells in the cerebral cortex

Fig2. Transduction of cells in the hippocampal formation.

Neuroscience 138 (2006) 501–510

Fig3. Transduction efficiency of recombinant adeno-associated virus (AAV) in the myenteric plexus (MP) of the enteric nervous system:a comparison across serotypes 1, 2, 5, 6, 8, and 9

Fig4. Neuronal tropism of recombinant adeno-associated virus (AAV) transduction in the submucosal plexus (SMP): serotypes 1, 2, 5, 6,8, and 9.

Molecular Therapy vol. 23 no. 3 mar. 2015

二、视网膜

视网膜组织常用血清型有AAV1、AAV2和AAV5。视网膜组织由于其特殊性，因而有自身的特点：注射成功率20-30%，容易造成视网膜炎症和损伤，注射完需要使用1%阿托品（和少量新霉素、多粘菌素B硫酸盐和地塞米松眼膏施用于眼睛，延长瞳孔扩张时间，减少腺体分泌，减少炎症反应），连续使用3-5d。其常用的注射量为0.5μl，病毒滴度1.5x107GC/ml。常用注射方法：视网膜下注射或者玻璃体注射。

但不同血清型又有不同特点：AAV1主要作用于视网膜上皮细胞，注射后2-4周可以检测；AAV2主要作用于感光细胞、视网膜上皮细胞和玻璃体，AAV2玻璃体注射后分布广泛，2-4周可以检测； AAV5可作用于视网膜上皮细胞和感光细胞，在感光细胞中表达AA5>AAV2，2-4周检测。下图为一些视网膜组织的注射情况：

Fig 5. AAV added to the retinal ganglion cell surface in culture vs. intravitreal injection in vivo.

Vision Research 48 (2008) 377–385

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三、肝脏

对肝脏而言，主要的腺相关病毒载体有：AAV2、AAV5、AAV7 和AAV8，其中AAV7 和AAV8的效率是AAV2的10-100倍。注射部位常选择门静脉、外周静脉和尾静脉。注射病毒滴度一般选择8×1010-2×1012（GC/kg）（人、灵长类）；1×1011GC/只鼠，稀释成50-100μl进行尾静脉注射；注射后2周之后可以检测。下图为肝脏注射的一些情况：

Fig 6. In vivo vector specificity analysis

四、心脏和动脉

对心脏和动脉而言，常用载体有：AAV1、AAV6、AAV8 和AAV9。其中 AAV2、AAV5、AAV7也可以使用，但是表达比较慢，3个月后表达量才能与AAV1、AAV6表达量相当。所有血清型中AAV8和AAV9最有效，2个月左右其表达量达到最高。常见的注射部位为冠状动脉、主动脉、心肌和尾静脉。注射病毒滴度为1.9×1011-1012GC/ml，稀释成100μl-250μl （大鼠剂量稍高于小鼠）注射；但是对于心脏原点注射而言，常采用1010GC/ml病毒滴度，稀释成20μl使用。检测时间：一般在2周之后可以检测。下图为注射的一些情况：

Biodistribution of LacZ expression and vector genomes 4 weeks after direct injection of 5 ×1011 vg of AAV8- and AAV9-CB-LacZ into the rat heart., heart; Li, liver; Lu, lung; Br, brain; Te, testis; Ki, kidney; Sp, spleen; St, stomach; Ga, gastrocnemius.

HUMAN GENE THERAPY 19:1359–1368

五、肺脏

肺脏常用的腺相关病毒载体有AAV1、AAV2、AAV5、AAV6和AAV9。由于肺脏表面唾液酸受体分布比较多，因此AAV5型比较常用；相比之下AAV2和AAV6转导效率相当。常见的注射方式有滴鼻、雾化吸入或气管内注射，注射病毒滴度为1012GC/ml，稀释成3μl，注射完之后2周可以检测表达情况。下图为注射的一些情况：

Histochemical detection of AP expression in mouse lungs 1 month after vector exposure.

JOURNAL OF VIROLOGY, Feb. 2000, p. 1524–1532

六、肾脏

肾脏常用载体有AAV2、AAV8 和AAV9。注射病毒的滴度一般选择1-5×1011GC/ml，稀释成50-200μl注射。常见的注射部位有肾动脉、肾静脉和左髂脉、腹主动脉，注射完2周之后可以检测表达情况。下图为注射的一些情况：

In vivo long-term transduction by AAV serotype 2 vector into the rat kidney.

Nephron ExpNephrol 2004;96 :e119–e126

七、肌肉

肌肉组织常用血清型有AAV2、AAV8 和AAV9。其中AAV8、AAV9最常用，心肌、胰腺和肾上腺也是如此。骨骼肌分为快速和慢速肌纤维，AAV2常作用于慢速肌纤维；AAV6则对二者都有效。对不同年龄阶段的鼠，注射剂量有所不同：幼鼠选择的病毒量为 7×1010-1.2×1011GC/g；成年鼠选择的病毒量为3.5 ×1011 -7×1012GC/只；但是低剂量的AAV9不能到达所有心肌细胞。下图为注射的一些情况：

Transduction of muscle fibersby different AAV serotypes.

J Gene Med 2005; 7: 442–451.

Representative photomicrographs of sections of skeletal muscle

MOLECULAR THERAPY Vol. 14, No. 1, July 2006

八、肠

肠组织常用血清型有AAV1、AAV2 和AAV5。常见的注射方式有口服、灌肠、腹腔注射、肠系膜动脉注射。一般选择注射滴度1×1011GC/ml,稀释成100μl（PBS或者稀释液稀释）使用，注射2周后可以检测。

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参考文献：
1. Weinberg, M.S., R.J. Samulski, and T.J. McCown, Adeno-associated virus (AAV) gene therapy for neurological disease. Neuropharmacology, 2013. 69: p. 82-8.
2. Iwata, N., et al., Global brain delivery of neprilysin gene by intravascular administration of AAV vector in mice. Sci Rep, 2013. 3: p. 1472.
3. Pang, J.J., et al., Comparative analysis of in vivo and in vitro AAV vector transduction in the neonatal mouse retina: effects of serotype and site of administration. Vision Res, 2008. 48(3): p. 377-85.
4. Lisowski, L., et al., Selection and evaluation of clinically relevant AAV variants in a xenograft liver model. Nature, 2014. 506(7488): p. 382-6.
5. Wang, L., et al., Sustained expression of therapeutic level of factor IX in hemophilia B dogs by AAV-mediated gene therapy in liver. Mol Ther, 2000. 1(2): p. 154-8.
6. Nathwani, A.C., et al., Safe and efficient transduction of the liver after peripheral vein infusion of self-complementary AAV vector results in stable therapeutic expression of human FIX in nonhuman primates. Blood, 2007. 109(4): p. 1414-21.
7. Manno, C.S., et al., Successful transduction of liver in hemophilia by AAV-Factor IX and limitations imposed by the host immune response. Nat Med, 2006. 12(3): p. 342-7.
8. Palomeque, J., et al., Efficiency of eight different AAV serotypes in transducing rat myocardium in vivo. Gene therapy, 2007. 14(13): p. 989-997.
9. Vassalli, G., et al., Adeno-associated virus (AAV) vectors achieve prolonged transgene expression in mouse myocardium and arteries in vivo: a comparative study with adenovirus vectors. International Journal of Cardiology, 2003. 90(2-3): p. 229-238.
10. Bish, L.T., et al., Adeno-associated virus (AAV) serotype 9 provides global cardiac gene transfer superior to AAV1, AAV6, AAV7, and AAV8 in the mouse and rat. Human gene therapy, 2008. 19(12): p. 1359-1368.
11. Halbert, C.L., et al., Repeat transduction in the mouse lung by using adeno-associated virus vectors with different serotypes. Journal of virology, 2000. 74(3): p. 1524-1532.
12. Takeda, S., et al., Successful gene transfer using adeno-associated virus vectors into the kidney: comparison among adeno-associated virus serotype 1-5 vectors in vitro and in vivo. Nephron Exp Nephrol, 2004. 96(4): p. e119-26.
13. Qi, Y.F., et al., Comparison of the transduction efficiency of tyrosine-mutant adeno-associated virus serotype vectors in kidney. Clin Exp Pharmacol Physiol, 2013. 40(1): p. 53-5.
14. The potent dial of adeno-assoc iated viral vectors for gene delivery to muscle tissue. Expert Opin  Drug Deliv., 2014. 11(3).
15. Z Wang1, H.-I.M., 3, J Li1, L Sun1, J Zhang1 and X Xiao1,2, Rapid and highly efficient transduction by doublestranded adeno-associated virus vectors in vitro and in vivo. Gene Therapy, 2003. 2003(10): p. 2105—2111.
16. Polyak, Steven, et al. "Gene delivery to intestinal epithelial cells in vitro and in vivo with recombinant adeno-associated virus types 1, 2 and 5." Digestive diseases and sciences 53.5 (2008): 1261-1270.
17. Polyak, S., et al., Gene delivery to intestinal epithelial cells in vitro and in vivo with recombinant adeno-associated virus types 1, 2 and 5. Digestive diseases and sciences, 2008. 53(5): p. 1261-1270.