综述：抗生素耐药性检测：经典方法、分子技术、先进生物工程与人工智能增强策略

这篇前沿综述系统梳理了从传统表型检测到现代分子诊断、光谱分析和人工智能驱动的抗生素耐药性（AMR）检测技术，涵盖了PCR、CRISPR、微流控和生物传感器等创新方法，为临床和科研工作者提供了全面的技术比较和应用指南，尤其强调了在资源有限环境下的实施策略。

　　

2 抗生素药敏试验的表型方法

2.1 传统表型药敏试验方法

表型抗菌药物敏感性试验（AST）仍是临床微生物学的基石，能够直接反映细菌对抗生素的反应。尽管分子和快速诊断工具不断涌现，扩散法和稀释法因其可及性、成本效益和提供临床可操作数据的能力而被广泛使用。这些技术经临床和实验室标准协会（CLSI）和欧洲抗菌药物敏感性试验委员会（EUCAST）标准化，支持可靠的耐药性监测和治疗决策。

从设备角度看，传统表型AST需要相对基础的实验室基础设施（如超净工作台、高压灭菌器、培养箱）。超净工作台成本在6000–15000美元之间，微生物培养箱价格较低，通常在1000至2500美元之间。高压灭菌器和灭菌系统的标准型号价格在5000–20000美元范围内。此外，临床微生物学环境中常需的生物安全柜（II级）价格在10000至20000美元之间。虽然初始资本投入可观，但一旦基础设施建立，扩散和稀释法仍是最经济的AST方法。

2.1.1 扩散法

扩散法包括纸片扩散法（Kirby-Bauer试验）和梯度扩散法（E试验），通过测量抗生素在琼脂培养基中扩散形成的抑菌圈来评估细菌敏感性。

Kirby-Bauer纸片扩散试验是一种标准化方法：将细菌悬液接种到琼脂上后，放置抗生素浸渍纸片，根据CLSI/EUCAST标准培养并测量抑菌圈，将分离株分类为敏感、中介或耐药。该方法因其重现性、低成本和简单标准化而广泛用于监测耐药趋势。

然而，其主要局限性是无法提供最低抑菌浓度（MIC）值，限制了在需要精确剂量时的实用性。该方法还需要18–24小时培养，可能延迟治疗决策，尤其是在需要快速降阶梯治疗的严重感染中。尽管如此，它仍是主要病原体（包括ESKAPE）常规药敏试验的重要工具。

比较评估显示纸片扩散法具有非常高的诊断性能，灵敏度和特异性常超过95%。例如，用于葡萄球菌甲氧西林耐药检测的头孢西丁纸片扩散试验在多中心试验中达到98%–100%的灵敏度和96%–100%的特异性。同样，在表皮葡萄球菌中，头孢西丁纸片扩散和肉汤微量稀释的分类符合率高达96%–98%，非常重大误差和重大误差率低，支持其检测mecA介导耐药的可靠性。

从成本角度看，纸片扩散非常经济，材料成本约为每次测试2–5美元。在血培养超广谱β-内酰胺酶（ESBL）工作流中，快速直接试验估计每次1.54美元，筛查/确认性纸片扩散试验每次2.32美元，而联合MIC筛查加ESBL E试验方案每次成本49.65美元。如此低的每样本成本解释了其在高低资源环境中的广泛使用。

与Kirby-Bauer试验提供定性或半定量数据不同，E试验是一种定量方法，可确定抗生素的MIC。将具有抗生素浓度梯度的条带置于琼脂上，形成抑菌椭圆；MIC在交叉点读取。E试验比纸片扩散具有更高的精密度，特别适用于多药耐药（MDR）感染或使用治疗窗窄的抗生素时。然而，它比纸片扩散更昂贵（E试验条带每条约2–3美元），并且在高通量测试中可扩展性较差。尽管有这些限制，E试验仍是耐药性监测和临床决策的重要工具。研究证实其与参考方法有很强的一致性，与肉汤微量稀释相比灵敏度和特异性高于95%。

2.1.2 稀释法

稀释技术包括琼脂稀释和肉汤稀释法，可提供精确的MIC测定，被认为是AST的金标准。它们特别适用于生长缓慢或苛养菌以及研究中评估新抗菌药物。

琼脂稀释是一种定量参考方法，涉及将系列抗生素浓度掺入琼脂培养基中。多个细菌分离株点种于每个平板，MIC确定为培养后完全抑制可见生长的最低浓度。该技术允许同时测试多个分离株，适用于流行病学监测和抗生素开发研究。比较研究显示其与E试验等梯度方法有强相关性，支持其可靠性。然而，其劳动密集型性质以及每个抗生素需要多个琼脂平板限制了其常规临床使用。

肉汤稀释法是一种定量且高度标准化的方法。可进行宏稀释或更常见的96孔板肉汤微量稀释，为高通量工作流提供更大的可扩展性。接种后，平板被培养，MIC确定为防止可见细菌生长的最低抗生素浓度。肉汤微量稀释是多种病原体药敏试验的参考方法，包括快生长和慢生长物种以及厌氧菌和某些真菌。它还与琼脂稀释和E试验显示出高度一致性。在最近的比较评估中，肉汤微量稀释被确认为最可靠的参考方法，显示灵敏度特异性值高于97%，并作为粘菌素耐药测试的金标准。

2.2 现代表型抗生素药敏试验方法

由于传统AST可能需要长达72小时才能提供结果，新兴的表型和光谱方法旨在使用生长替代指标或生化指纹提供更快速的敏感性估计。这些方法仍是研究性的，缺乏标准化方案和折点，通常以CLSI/EUCAST方法为基准。

2.2.1 拉曼光谱

拉曼光谱基于细菌生化指纹分析，为快速表型检测抗生素耐药性提供了一种无标记、非破坏性策略。通过用激光照射细菌样本并检测非弹性散射光子，记录特征拉曼位移，反映细胞的分子组成。每种细菌物种可产生独特的拉曼光谱模式，反映其蛋白质、核酸、脂质和代谢物的组成。传统拉曼方法和表面增强拉曼光谱（SERS）都已被应用于基于细微化学差异区分耐药和敏感菌株。

由于自发拉曼散射较弱，需要信号放大策略。例如，SERS使用金属纳米颗粒（通常为银或金），这些颗粒定位在细菌表面并放大与耐药表型相关的生物分子信号。共振拉曼光谱可通过将激发波长与细菌发色团对齐来进一步增强振动模式。

拉曼检测法还可监测抗生素诱导的生化变化，实现快速AST。抗生素暴露后，敏感细胞显示代谢抑制，而耐药细菌保持其生化谱。尽管光谱差异可能细微，但多变量统计工具和机器学习（ML）算法已被用于准确分类。基于SERS的AST已成功捕获与MIC值相关的代谢特征，通常比传统方法更快提供结果。实践中，分离株制备为悬液或与纳米颗粒混合（用于SERS），在约1–2分钟内获取光谱，进行预处理（背景扣除、降噪、标准化），并用ML模型分析，在与常规AST对比时，每个样本的预测时间<30秒。

最近的研究支持拉曼平台的临床实用性。在一个例子中，使用双重拉曼策略区分了携带超广谱β-内酰胺酶和碳青霉烯酶基因的多重耐药大肠杆菌菌株与敏感分离株。紫外共振拉曼光谱（UVRR）增强了核酸和芳香族氨基酸信号，揭示了耐药菌株中较高的核酸与蛋白质比率。互补的拉曼显微光谱捕获了单细胞光谱特征。在这些数据上训练的ML模型实现了准确分类，光谱变异反映了由于存在多个耐药决定簇而导致的基因组内容的定性和定量差异。

SERS结合深度神经网络（DNN）也显示出强大性能。在一项研究中，使用银纳米颗粒（AgNPs）基底获取的SERS光谱区分了MRSA和甲氧西林敏感金黄色葡萄球菌（MSSA），捕获了细菌细胞壁化学组成的细微差异。这是由于细胞壁成分对SERS光谱特征有强烈影响，因为银纳米颗粒倾向于在细胞表面聚集，增强该区域的拉曼信号。基于堆栈自编码器的模型在原始光谱数据上训练，实现了MRSA和MSSA之间的高分类准确率。具体而言，基于SAE的深度学习模型在区分MRSA和MSSA时达到97.66%的准确率和0.99的曲线下面积（AUC）。

一种新颖的基于拉曼的AST方法利用来自重水（D₂O）的氘掺入来追踪细菌代谢。活细菌将氘掺入C-D键，在“静默”区域（~2040–2300 cm^?1）产生明显的光谱峰，该区域干扰很少。在有效抗生素存在下，敏感细菌的代谢显著减慢，导致较弱的C-D拉曼信号，而耐药细菌继续生长并掺入D，产生强的C-D峰。使用受激拉曼散射显微镜，在2.5小时内生成敏感性谱，对结核分枝杆菌（包括直接痰样本）的分类准确率超过98%。

进一步验证在不同病原体中已有报道。研究显示拉曼光谱鉴定MRSA与MSSA的准确率为90.2%（灵敏度96%，特异性85%），并以96.3%的准确率（灵敏度100%，特异性93%）区分对万古霉素敏感性降低的MRSA与标准MRSA。同样，应用随机森林分类器于单细胞拉曼光谱，以99.92 ± 0.06%的准确率区分碳青霉烯耐药鲍曼不动杆菌，受试者工作特征（ROC）分析支持AUC为1.0，表明近乎完美的灵敏度和特异性。报告的检测限（LoD）范围从10³ CFU/ml低至10–15 CFU/ml，取决于特定平台和检测策略。

拉曼仪器范围从便携式单元（10000–50000美元）到台式系统（20000–200000美元）以及超过400000美元的高端共聚焦/多激光平台。此外，为低资源环境开发了一种低成本（5000美元）便携式拉曼显微镜。耗材各异：商业SERS基底每次测试成本<2–25美元（有些>100美元），而低成本研究基底可制造为每基底1.20美元甚至低至~0.10美元每平方毫米。传统拉曼基底（石英、CaF₂载玻片）成本约每单元75–230美元，但可重复使用。

2.2.2 基质辅助激光解吸/电离飞行时间（MALDI-TOF）质谱

基质辅助激光解吸/电离飞行时间（MALDI-TOF）质谱（MS）自1990年代起推进了病原体鉴定，并加速了抗菌药物耐药性（AMR）检测。它通过将样本（如细菌菌落）与基质化合物混合，并使用激光电离产生带电蛋白质片段来工作。这些离子飞行通过飞行时间管，产生生物体的独特质谱或“指纹”。对于AMR测试，工作流程通常将标准化接种物暴露于抗生素90分钟–5小时，然后使用基质辅助点样获取配对光谱（有/无药物）。敏感性可从生长比率推断或使用ML分析整个光谱。已开发多种方法，包括抗生素暴露后的细菌生长检测、耐药相关质谱谱图鉴定、细菌酶活性导致的抗生素修饰分析以及抗生素暴露应激诱导的蛋白质组变化分析。与传统抗生素敏感性试验和DNA扩增相比，MALDI-TOF提供更快结果，通常在获得菌落后几分钟内。

除了在物种鉴定中的准确性外，MALDI-TOF在AMR检测中显示出强大性能，在某些背景下达到近乎完美的准确率。例如，β-内酰胺酶介导的水解试验在30分钟孵育后达到98%的灵敏度和100%的特异性，60分钟时两者均为100%。直接靶上微滴生长测定（DOT-MGA）在肺炎克雷伯菌中以100%的灵敏度和特异性识别美罗培南耐药，在铜绿假单胞菌中略低。基于生物标志物的检测显示可变性能：不动杆菌来源的头孢菌素酶（ADC）为96%灵敏度和73%特异性，或用于MRSA检测的酚溶性调节素（PSM）-mec肽具有约100%的特异性。临床样本的验证很强：MBT-ASTRA在841个血培养上达到99%的灵敏度/特异性和97%的准确率，而DOT-MGA确认对肺炎克雷伯菌（4小时后）和铜绿假单胞菌（5小时后）100%的准确率。ML应用也证明有前景，在大肠杆菌分离株中准确率为67%–97%，在>1000个表皮葡萄球菌分离株中AUC值范围0.80至0.95。报告的LoD通常范围从~10⁵ CFU/ml低至~10³ CFU/ml（当使用优化工作流如膜过滤时），大多数水解试验需要~10⁷–10⁸ CFU/ml的标准化接种物以进行可靠检测。然而，该方法检测耐药标志物的灵敏度因机制而异。虽然酶促抗生素降解和丰富的生物标志物易于识别，但靶酶中的点突变等细微变化可能不会产生明显的光谱。例如，氟喹诺酮耐药涉及改变DNA旋转酶或拓扑异构酶IV的细微氨基酸替换，而不产生独特的降解产物。利福平耐药也由点突变引起，改变RNA聚合酶的结构，但不一定导致可检测的酶活性变化。

该技术的一个关键限制是通常需要分离菌落以生成高质量光谱，意味着需要培养步骤。此外，质谱可能受到样本量不足或过量的显著影响。成本方面，仪器昂贵，范围从200000美元到500000美元，年维护费25000–30000美元。然而，每次测试成本低：分析细菌菌落时为0.20–1.50美元，血培养为1.5–7美元，取决于工作流或使用的试剂盒。

2.2.3 液相色谱-串联质谱（LC-MS/MS）

LC-MS/MS整合了用于分子分离的液相色谱（LC）和用于高分辨率检测的MS，通常采用电喷雾电离。它通过电离分析物，按质荷比分离它们，并碎片选定的离子进行结构解析来识别蛋白质、肽和代谢物。该方法提供卓越的灵敏度，允许在亚纳摩尔浓度下识别耐药标志物和抗生素代谢物。最近的研究报告了非常高的诊断性能：例如，LC-MS/MS在检测产碳青霉烯酶肠杆菌目中的灵敏度为97.6%–100%，特异性为91%–100%，而对于TetX酶（由tetX基因编码）介导的耐药，与PCR相比，该方法达到98.9%的灵敏度和100%的特异性。报告的LoD范围从水解试验中的~10⁷ CFU/ml到优化靶向工作流中的~10³ CFU/ml。

LC-MS/MS已应用于AMR研究，以检测细菌病原体中的关键耐药决定簇。例如，一项概念验证研究证明了高分辨率LC-MS/MS能够识别大肠杆菌和肺炎克雷伯菌分离株中的四种主要碳青霉烯酶（KPC、NDM、VIM和OXA-48）。最近，LC-MS/MS用于靶向蛋白质组学方法，从阳性血培养中检测大肠杆菌和肺炎克雷伯菌的耐药标志物。该方法能够快速识别β-内酰胺酶（如SHV、CTX-M、KPC、NDM）、氨基糖苷类修饰酶、16S rRNA甲基转移酶和喹诺酮耐药突变。蛋白质消化和肽分析在约3小时内产生耐药特征，显著缩短周转时间。工作流程通常涉及与抗生素的短时间孵育（1–2.5小时）以检测酶促降解产物，或用于肽分析的蛋白质提取和胰蛋白酶消化（包括LC-MS/MS运行3小时）。提取物在C18柱上分离并通过MS/MS分析，通过靶向转换或多重肽分析识别耐药特征。这种模块化设计支持聚焦的1小时测定（如碳青霉烯酶、tetX）和覆盖数十种决定簇的更广泛的多重面板。

除了耐药检测，LC-MS/MS广泛用于临床和环境背景中的抗生素监测。它检测复杂样本中的抗生素和代谢物，有助于降解和耐药机制的研究。仪器通常成本75000–500000美元，取决于配置和新旧程度。

2.2.4 傅里叶变换红外（FTIR）光谱

傅里叶变换红外（FTIR）光谱已成为一种有前景的表型工具，用于快速检测抗生素耐药性，利用伴随耐药发展的生化改变。FTIR光谱反映细菌细胞的分子组成，捕获蛋白质、脂质、核酸和碳水化合物的吸收峰。因为耐药通常改变细胞壁结构、酶生产或脂质组成，FTIR可以检测这些特征振动波段的变化。相关区域包括蛋白质（1500–1800 cm^?1）、碳水化合物（900–1200 cm^?1）和脂肪酸（2800–3100 cm^?1）。

样本制备最少：将干燥薄膜或细菌沉淀应用于IR透明载玻片（如ZnSe），在4000–600 cm^?1范围内在几分钟内收集光谱。通常，细胞被浓缩，点样于ZnSe载玻片，空气干燥，扫描（128次扫描，4 cm^?1），预处理（基线校正、标准化），并用ML算法分析，在20–40分钟内实现结果。

当与ML配对时，FTIR可以显著增强诊断性能。例如，铜绿假单胞菌的敏感性在<20分钟内以82%–90%的准确率、81%–92%的灵敏度和66%–79%的特异性预测。同样，大肠杆菌菌株在24小时孵育后以约85%的准确率分类为耐药或敏感。在更大的队列中，ESBL阳性大肠杆菌以97%–99%的灵敏度、94%的特异性和98%的总准确率检测。一项2024年关于肺炎克雷伯菌的研究分析了来自636个分离株的>27000个光谱，报告菌株识别准确率>95%，耐药分类灵敏度74%–81%。进一步显示FTIR显微光谱能够在培养后20分钟内以约89%的准确率、约88%的灵敏度和约89%的特异性检测产ESBL肺炎克雷伯菌。此外，证明便携式衰减全反射（ATR）-FTIR系统可以以89.2%的灵敏度和66.7%的特异性分类携带bla_CTX-M基因的头孢曲松耐药大肠杆菌，表明低成本临床部署的可行性。报告的LoD范围从10³到10⁵ CFU/ml，最近一项研究证明在复杂伤口样本中检测低至~10⁴ CFU/ml。

FTIR也已应用于暴发监测。在一项多中心评估中，临床分离株的IR光谱聚类紧密镜像基因分型基于的分组，实现流行菌株的早期识别。该技术已用于识别产ESBL肺炎克雷伯菌，并在以色列建立国家光谱数据库，随后促进了新型碳青霉烯耐药克隆的检测。

总体而言，FTIR为检测耐药提供了一个无试剂、非破坏性平台。它支持早期表型识别，整合到临床工作流中，并适用于许多病原体。然而，它需要事先培养，限制了直接样本使用。光谱重现性高度依赖于样本制备和生长条件的标准化，光谱解释需要先进的计算工具。此外，光谱变化可能非特异性，反映一般生理或代谢变化而非直接指示耐药机制。仪器成本和技术专业知识的需求也可能是低资源环境中的障碍。

经济上，FTIR系统成本15000–100000美元（高端达150000美元）。衰减全反射（ATR）-FTIR耗材可忽略不计，而使用KBr压片的透射模式增加约每样本0.7美元，聚四氟乙烯红外（PTFE IR）卡约每样本4美元，成本取决于基底重用政策。

3 检测抗生素耐药性基因的分子方法

随着时间的推移，已开发各种方法检测环境或生物样本中的抗生素耐药基因（ARGs）。这些包括使用靶向ARGs的特定引物的聚合酶链反应（PCR）、定量PCR（qPCR）和数字PCR（dPCR）等技术；全基因组测序（WGS）；DNA微阵列技术；宏基因组学；以及CRISPR/Cas系统的应用。分子方法提供高灵敏度、特异性和快速周转时间，使其在AMR的临床和环境监测中不可或缺。

3.1 PCR、qPCR和dPCR

PCR由Kary Mullis于1983年发明，通过重复的变性、退火和延伸循环扩增特定DNA片段。qPCR（实时PCR）使用荧光染料实现DNA定量，而dPCR将样本分割成数千个反应，允许无需标准曲线的绝对定量。两者都通过提高灵敏度和精密度显著改进了ARG检测。DNA提取在扩增前仍是关键步骤，需要优化试剂盒以最小化抑制剂。

平台成本各异：常规PCR机器成本1500–50000美元（二手750–25000美元），qPCR系统8000–100000美元（二手2500–90000美元），dPCR单元成本50000–200000美元（二手20000–100000美元）。每次测试成本范围从0.22美元到10美元，取决于方法和试剂盒。

虽然常规PCR仍广泛使用，但其定性性质限制了基因丰度分析。qPCR通过实现实时定量改进这一点，提供更高的灵敏度和精密度。dPCR通过允许无需标准曲线的绝对定量推进该方法，这对于在具有挑战性的基质（如废水和土壤）中检测低丰度ARGs特别有利。例如，应用dPCR于城市范围监测框架，量化医院废水和海水中的sul2和tetW基因，报告绝对丰度为6000–18600拷贝/ng DNA，而宏基因组学提供更广泛的耐药组覆盖但灵敏度较低。

临床评估显示可变性能。一步数字滴度PCR平台直接应用于全血，对bla_CTX-M、bla_KPC、bla_OXA-48、mecA和vanA达到100%的灵敏度和100%的特异性。多重qPCR测定在临床金黄色葡萄球菌分离株中检测mecA达到97.44%的灵敏度和96.15%的特异性，MRSA诊断的AUC为0.98。相比之下，骨科感染样本的多重PCR显示较低的灵敏度（46%）但高特异性（95%），随病原体-抗生素组合变化（例如，金黄色葡萄球菌中奥沙西林耐药灵敏度100%，但肠球菌中氨基糖苷类耐药灵敏度33%）。除此之外，开发了一种无培养血液dPCR平台，能够在1小时内以10 CFU/ml检测耐药细菌，对关键ARGs如bla_CTX-M、bla_KPC、bla_OXA-48、mecA和vanA具有100%的灵敏度和特异性。报告的LoD随PCR平台变化，通常常规PCR为~10²–10⁴基因组拷贝，qPCR为每反应~10–100基因组拷贝，dPCR低至每反应1–2拷贝。

多重PCR通过实现多个基因的同时扩增强化了ARG检测。与宏基因组学整合扩展了耐药组覆盖，而PCR与测序结合支持全面的耐药组分析。此外，高通量qPCR（HT-qPCR）允许并行检测数百个ARGs，LoD低至每16S rRNA基因10^–4个ARGs，并已全球应用于土壤、废水和肠道微生物组。

作为科学界的资源，我们汇编了一套经过验证的引物序列，用于最常报告的ARGs。这些基因基于其高流行率选择，引物对取自原始设计出版物，优先考虑在后续研究中最广泛采用的。通过将来自不同研究的分散信息整合到单个策划参考中，该表旨在促进测定设计并促进跨临床、环境和研究背景的ARG检测标准化方法。

尽管有广泛适用性，每种PCR基方法都有显著限制。常规PCR是定性的；qPCR需要标准曲线并受实验室间变异性影响；多重PCR具有高特异性但跨病原体-抗生素对的灵敏度可变；HT-qPCR无法单独优化所有引物且昂贵；dPCR虽然高度敏感，但涉及高消耗品成本、平台变异性和假阳性风险。

3.2 DNA微阵列

DNA微阵列是包含固定在固体表面上数千个DNA探针的紧凑分析平台。它们通过基于杂交的方法实现高通量、并行检测特定遗传序列，促进跨复杂样本同时 interrogate 基因表达、遗传变异或微生物身份。在AMR研究中，DNA微阵列能够在单一测定中快速基因分型细菌分离株中的耐药基因。与PCR一次靶向一个或几个基因不同，微阵列允许在单一测定中同时广谱检测耐药决定簇。

实践中，微阵列检测涉及将来自测试生物的荧光标记DNA与互补寡核苷酸探针杂交，每个探针针对已知耐药基因或变体。杂交后洗涤和激光扫描揭示信号强度，通过计算分析推断基因存在。这能够一次运行检测数百个耐药基因。工作流程通常结合基于连接的杂交、完美匹配产物的PCR扩增、编码阵列点上的杂交和扫描仪基信号读出。每个阶段的集成控制确保有效性，通常可在7–8小时内获得完整结果。

临床研究确认诊断效用。例如，AMR Direct Flow Chip在210个分离株中检测（bla_CTX-M、bla_SHV）、碳青霉烯酶（bla_KPC、bla_NDM、bla_VIM、bla_OXA）、mecA和van基因达到100%的灵敏度和特异性，而Check-MDR CT103XL阵列在识别耐药肠杆菌目中的β-内酰胺酶基因时与WGS和多重PCR显示超过95%的一致性。碳青霉烯酶基因的靶向阵列也显示与表型测定和Sanger测序超过96%的一致性。报告Check-MDR CT102微阵列检测ESBL基因（bla_TEM、bla_SHV、bla_CTX-M）和碳青霉烯酶基因（bla_KPC、bla_OXA-48、bla_VIM、bla_IMP、bla_NDM-1）达到100%的灵敏度和100%的特异性。在更早的研究中，显示ESBL/KPC阵列对bla_TEM达到93%的灵敏度，对bla_KPC达到94%的灵敏度，而bla_CTX-M和bla_SHV以100%的灵敏度检测；所有靶标的特异性为100%。确认Check-MDR CT101阵列在207个临床分离株中对质粒介导的bla_ampC、bla_KPC和bla_NDM的100%灵敏度和100%特异性。评估了一个扩展阵列，报告与耐药表型超过91%的相关性，总特异性 above 83%。最近，证明用于碳青霉烯酶检测的DNA微阵列与全基因组测序相比达到92.9%的灵敏度和87.7%的特异性，与表型测试相比达到95.6%的灵敏度和95.2%的特异性。报告的LoD通常范围在10¹–10² DNA拷贝/