强度控制型强迫运动 treadmill 训练诱导小鼠心脏肥大：多模态分析与自愿跑轮模型的比较研究

本综述系统探讨了通过小动物跑步机进行强度控制型强迫耐力训练诱导小鼠生理性心脏肥大的机制，通过多模态分析（包括PET/CT影像、组织学和转录组测序）揭示其与自愿跑轮模型的差异，为运动性心脏重塑（EICR）研究提供了关键实验依据和转化价值。

　　

引言

心血管疾病和退行性疾病是工业化国家和发展中国家的主要发病和死亡原因。运动训练已被确立为提高心肺适能和减少主要心血管不良事件的重要基石之一。生理性心脏肥大也发生在妊娠期，但与运动训练不同，孕妇心脏的适应主要是由于血容量增加导致的前负荷增加，以满足发育中胎儿的营养需求。此外，遗传性心脏肥大，如家族性肥厚型心肌病，是影响年轻患者的经典例子。尽管生理性心脏肥大和病理性家族性肥厚型心肌病都以增大的心肌细胞（CM）为特征，但疾病状态的特点是同心性心脏肥大伴不对称左心室肥大，主要发生在室间隔。疾病表现包括多种临床症状，如心力衰竭、恶性心律失常和心源性猝死。

此外，由于基因突变、储存疾病、线粒体疾病和三重复综合征等原因，会出现与间质纤维化和肌细胞紊乱相关的病理性增大CM。几种病理状况，如慢性动脉高压和瓣膜性心脏病，会产生适应不良的心脏增大、心脏僵硬性增加和左心室壁厚度增加，而没有代偿性左心室舒张末期直径增加，称为同心性肥大。此外，如果病理刺激源未得到适当管理，慢性同心性心脏肥大可能导致偏心性肥大，其特点是心腔扩张、线粒体功能障碍和细胞死亡。病理性心脏肥大与炎症过程、程序性细胞死亡、钙利用效率低下、血管密度减少、间质纤维化、CM紊乱以及收缩和舒张性心力衰竭有关。同心性肥大表现出壁和室间隔厚度显著增加，左心室腔减少。CM厚度和宽度增加，但没有代偿性肌纤维延长，可以在体外由增加后负荷引起的病理性肥大CM标本中组织学观察到。

生理性和病理性心脏肥大由不同的信号级联驱动。此外，各种分子过程的改变，如细胞代谢转向葡萄糖、能量底物利用、过量活性氧（ROS）产生、炎症、基因表达、蛋白质翻译和肌节组织，导致不良心脏重塑的进展。定期运动已被宣布为减少心血管缺血、损伤和死亡率的重要保护措施。不幸的是，这些生理变化在某些病理条件下也可能被长期压倒，导致适应不良反应，如失代偿性心力衰竭或缺血性心脏病，当过度的神经体液、炎症和重塑反应发生时。

由于运动，心脏在其质量、体积和代谢方面经历适应性修改。有氧运动训练在定期和长期进行时会导致许多血流动力学适应性变化。这些可以大致转化为心脏性能增加，并描述为运动诱导的心脏重塑（EICR）。心脏尺寸的增大可以通过临床成像技术（如超声心动图或心脏磁共振成像（MRI））轻松检测，显示 several 心脏参数增加。

耐力训练与较低的心血管相关疾病发病率相关。诱导这些理想积极效果的有氧运动训练的强度和频率仍在讨论中。此外，有科学报告表明，啮齿类动物的剧烈耐力训练可能促进心脏胶原沉积、纤维化标志物升高、有害的电重塑，并为心脏心律失常，特别是心房颤动和室性心动过速，创造基质。此外，适应性的结构和功能重塑预计在训练运动员经过几周中等强度的定期耐力训练后发生。然而，确切的时间点、训练强度以及关于心肌性能和剧烈运动可能有害效应的额外科学数据仍有待阐明。由于人类研究方法的局限性，动物模型可用于更好地理解生理性肥大中涉及的生物过程。几种实验策略已被开发来模拟人类耐力训练，例如使用小动物跑步机机器的强迫跑步运动。自愿跑轮和具有特定训练协议的游泳运动也广泛用于小鼠和大鼠。

动物可以提供有价值的信息，描述体力消耗期间心血管生理变化的潜在机制及其表型后果，包括在健康心脏组织中的分子分析，这些在人类中由于伦理原因几乎不可能进行。使用市售跑步机机器的耐力训练包括强迫和强度控制的运动。它还允许增加速度、训练持续时间和倾斜度以控制运动表现，这可能产生肥大的心脏。另一方面，可行性和详细的训练计划已经引起了巨大的争议。

材料与方法

小鼠

8周龄、体重23.04克±2.27的C57BL/6雄性小鼠购自Charles River（德国Sulzfeld）。所有动物研究均按照欧洲指令63/2010/EU指南进行，并 extrapolated 到德国立法范围内的动物保护法。动物饲养在受控环境中，自由饮水和标准饲料。我们的研究方案经政府动物伦理委员会和当地政府审查和批准（ROB-55.2-2532.Vet_02-20-166）。强迫运动期间的动物健康和压力监测由经验丰富的研究人员和兽医根据当地政府批准的评分表进行和控制。采取措施最小化压力，包括额外的环境丰富（例如：筑巢材料）、更大的笼子以及足够的适应期。

跑步机运动协议

野生型小鼠被随机分配到强迫耐力训练组或久坐对照组。强迫运动训练使用专用的小动物跑步机（Panlab Harvard Apparatus, Holliston, Massachusetts）进行。动物在训练协议前至少休息2周，以避免不必要的压力，并额外有一周的适应期。适应期第一天以10米/分钟的速度跑10分钟开始。训练的速度和持续时间每天递增，直到第五天，分别为11米/分钟、12米/分钟、13米/分钟和14米/分钟，分别跑20、30、40和50分钟。经过1周的适应后，训练协议开始，速度为15米/分钟，每天60分钟，同一时间，每周5天，持续几周（0到4周），取决于他们分配到的组。2周和4周组被随机分配每天跑60分钟。8周和12周组每天跑120分钟。每组10只动物跑2、4和8周，5只动物训练12周。每个时间点都有确切数量的小鼠被分配为久坐对照。为了基线评估，10只动物仅使用适应协议训练1周，设计为0周训练组，并与它们各自的久坐对照进行比较。在每个训练框架之前，小鼠适应跑步机环境15分钟。在每次训练课程中，它们每15分钟允许休息2分钟。

形态计量表型分析

形态计量分析在每次PET/CT扫描后计划训练时间表结束时进行。心脏被取出，在冷PBS中洗涤，并使用Pioneer Ohaus分析天平（Sigma-Aldrich, Steinheim, Germany）称重，并在4%甲醛溶液（Sigma-Aldrich, Darmstadt, Germany）中处理用于组织学处理。右胫骨长度（毫米）使用Preciva^?数字卡尺BellaCocool GmbH（Berlin, Germany）测量。

免疫化学和组织学

心脏在4%甲醛溶液中固定4-24小时，随后在30%蔗糖溶液（Sigma-Aldrich, Steinheim, Germany）中孵育过夜用于脱水。心脏在心室乳头肌高度横切，并嵌入Tissue-Tek OCT包埋介质（Sakura Finetek, Alphen aan den Rijn, Netherlands）中， inside the Tissue-Tek Cryomold标准尺寸25 × 20 × 5毫米（Sakura Finetek, Alphen aan den Rijn, Netherlands）。标本随后储存在-20°C冰箱过夜或在-80°C长期储存。冷冻心脏使用冷冻切片机Leica CM3050 S（Leica Biosystems, Wetzlar, Germany）进一步切割，厚度为8微米。

麦胚凝集素（WGA）免疫荧光染色

带有心脏组织切片的载玻片在室温下预热10分钟，随后在4%甲醛溶液中再固定10分钟。固定的切片用PBS-Tween 20^? 0.1%（Sigma-Aldrich, Steinheim, Germany）洗涤三次，每次5分钟。标本的玻璃片在室温下干燥10-15分钟，所需的染色区域使用PAP Pen进行免疫染色圈出（Sigma-Aldrich, Schnelldorf, Germany）。标本应用50微升封闭液[PBS with 0.5% saponin, 1% BSA, and 10% goat serum（Sigma-Aldrich, Steinheim, Germany）]。孵育1小时后，用Hanks平衡盐溶液/HBSS（Biowest, Nuaillé, France）洗掉封闭液三次。麦胚凝集素（WGA）与Alexa Fluor^? 647 conjugate（Invitrogen, Eugene, United States, cat. W32466）染色溶液在HBSS中按1:100稀释，并倒在标本上，在室温下在黑暗、潮湿的孵育室（Simport Scientific, Beloeil, Canada）中孵育1.5小时。孵育后用HBSS洗涤两次。洗涤步骤后，SYTOX^? green dye（Invitrogen, Eugene, United States, cat. S7020）在HBSS中按1:1000稀释，应用于标本，随后在黑暗和潮湿的室中室温孵育10分钟。标本再次用HBSS浸泡三次，并在室温下保持干燥10-15分钟。随后，切片用ProLong^? Gold anti-fade reagent（Invitrogen, Eugene, United States）作为封片剂覆盖，用24 × 50毫米盖玻片（R. Langenbrinck GmbH, Emmendingen, Germany）密封，并在显微镜分析前在黑暗中室温干燥24小时。

苏木精-伊红染色

标本的玻璃片在室温下预热10分钟，并在Aqua（B-Braun, Melsungen, Germany）和PBS中洗涤10和5分钟以去除OCT包埋介质。标本随后放入Meyer苏木精溶液（Carl Roth, Karlsruhe, Germany）中3-5分钟，随后在流动的自来水下洗涤15分钟。标本然后在Aqua溶液中再调理2分钟，并浸入伊红G溶液0.5%（Carl Roth, Karlsruhe, Germany）中，混合一滴冰醋酸（Merck, Darmstadt, Germany）作为缓冲剂和防腐剂，持续3分钟。染色的标本用蒸馏水洗涤一次2秒，随后按顺序在浓度递增的酒精溶液70%、96%和100%（Sigma-Aldrich, Steinheim, Germany）中脱水各5分钟。最后，标本放入二甲苯I和II溶液（Sigma-Aldrich, Steinheim, Germany）中各5分钟，室温干燥，用Roti^? Histokitt II（Carl Roth, Karlsruhe, Germany）封片，并在显微镜分析前覆盖24 × 50毫米盖玻片。

天狼星红染色

在室温下预热10分钟后，心脏标本在PBS中洗涤5分钟，随后在Direct Red 80（Sirius Red）0.1%溶液（Sigma-Aldrich, Steinheim, Germany）中染色1小时。染色的样品随后在0.01N盐酸（Merck, Darmstadt, Germany）中洗涤2分钟，随后依次浸入一系列浓度递增的酒精溶液50%、70%、96%和100%中用于脱水目的。最后，脱水的染色标本浸入二甲苯I和II溶液中各2分钟，室温干燥，用Roti^? Histokitt II封片，并在显微镜分析前覆盖24 × 50毫米盖玻片。

显微镜图像采集和分析

使用共聚焦显微镜Leica TCS SP8 X（Leica Microsystems, Wetzlar, Germany）在×40放大倍数下分别对横切的心脏纤维的横截面积进行成像。Type-F Immersion Liquid（Leica Microsystems, Wetzlar, Germany）应用于每次图像采集以获得更好的物体可视化。使用488纳米检测SYTOX^? green，633纳米可视化WGA拍摄图像。心脏样本在左心室乳头肌高度进行分析。图像一式三份拍摄，表面面积分析使用ImageJ2（NIH, Maryland, USA）盲法进行。两个心脏表面面积的量化在逐个切片的基础上手动进行（每切片n > 200个细胞，每个心脏样本600-800个细胞，每切片n > 100个），并取三份结果的平均值。使用立体显微镜Leica M205 FA（Leica Microsystems, Wetzlar, Germany）可视化苏木精-伊红和天狼星红染色的标本。使用Leica DFC7000 T相机拍摄具有相应放大倍数的心脏标本图像一式三份，并使用ImageJ2软件分析以检测炎症细胞浸润和纤维化。

体内心脏PET/CT图像采集

使用2.5%和1.5%异氟烷分别进行麻醉诱导和维持。在整个扫描过程中，氧气流量维持在1.0-1.4升/分钟的速率，并通过带有面罩的封闭管路系统输送。¹⁸F-FDG通过导管静脉注射到外侧浅表尾静脉中，体积为200微升， resulting in approximately 20 MBq radioactivity。示踪剂给药后，导管用0.9%等渗盐水溶液（Fresenius Kabi, Bad Homburg, Germany）以50微升的体积冲洗。从注射到开始扫描的30分钟延迟时间使放射性示踪剂分布到心肌中。然后使用Nanoscan^?专用小动物PET扫描仪（Mediso Medical Imaging Systems, Budapest, Hungary）对0、2、4、8、12周组的每只动物，包括训练组和久坐对照组，进行ECG门控微型PET图像采集。加热垫和直肠温度计分别放置在俯卧位动物的下方和内部，用于紧密监测温度以调节平均核心体温。动物保持麻醉状态，整个30分钟扫描期间使用改良的Kendall新生儿ECG电极（Cardinal Health, Norderstedt, Germany）实时仔细记录ECG活动，这些电极放置在动物的两只前爪和左后爪上。动物的眼睛使用Bephantene^?乳膏保护以避免麻醉期间干燥。图像采集后，兽医密切观察动物，直到它们完全从麻醉中恢复。记录的数据随后使用Nucline NanoScan 3.04.018.0000（Mediso Medical Imaging System, Budapest, Hungary）、Inveon Research Workplace 4.2（Siemens Medical Solutions, Malvern, PA, USA）和QPS/QGS^? Software（Cedar-Sinai Medical Centers, Beverly Hills, CA, USA）分别进行重建、分析和量化。

PET/CT图像分析

采集的图像使用Nucline NanoScan 3.04.018.0000（Mediso Medical Imaging System, Budapest, Hungary）重建为ECG门控序列。ECG门控图像重建使用内置的Tera-Tomo 3D重建算法进行，具有正常正则化、应用中值滤波器、尖峰滤波器、边缘伪影减少、8次迭代、0.50体素大小和6个子集数，使用16个bin帧 also normalized, corrected for randoms, dead-, decay time, attenuation, and scatter。重建的图像随后使用InterView FUSION 3.09.008.0000（Mediso Medical Imaging System, Budapest, Hungary）导出用于进一步处理。导出的PET图像随后使用Inveon Research Workplace 4.2（Siemens Medical Solutions, Malvern, PA, United States）进行分析。扫描期间的心率记录从自动保存的日志数据中提取，并用于验证ECG触发信号的准确性。门控图像随后使用R Program for Statistical Computing（Lucent Technologies, Murray Hill, NJ, USA）进行裁剪和重新缩放，通过将值增加到10倍进行进一步分析。门控图像使用高斯σ 0.75算法在x、y和z轴上进行平滑处理。三维左心室功能参数（EDV、ESV、SV和EF）使用QGS^?（Cedars-Sinai, Los Angeles, CA, United States）在ECG门控重建图像上进行量化。随后，通过将量化的SV与记录的平均心率/分钟相乘来计算心输出量（微升/分钟）。

RNA分离和批量RNA-Seq分析

用于RNA分离的标本取自小鼠的整个心脏，包括两个心房（包括左和右心耳）和心室。动物的心脏在提取后直接浸泡在Trizol^? reagent（Life Technologies, Carlsbad, USA）中（每100毫克心脏组织使用1毫升Trizol^? reagent），并使用IKA T10 Ultra-Turrax basic Homogenizer（Janke and Kunkel KG, Staufen i. Breisgau）进行匀浆。氯仿溶液（Sigma-Aldrich, Steinheim, Germany）添加到匀浆组织中，每毫升Trizol加0.2毫升。混合物振荡15秒，并在室温下孵育2-3分钟。样品在4°C下以13,000 rpm离心15分钟，以分离上层水相、下层乳浊液和中间相。含有所需RNA的上层水相转移到新的干净管中。分离的RNA通过用500微升99.7%异丙醇（Sigma-Aldrich, Steinheim, Germany）振荡15秒进行洗涤，每1毫升样品 followed by 10分钟室温孵育。离心后，含有沉淀RNA的沉淀物随后用1毫升75%乙醇清洗， followed by centrifugation at 10,000 rpm at 4°C for 8 minutes。上清液被弃去，含有所需RNA的分离沉淀物在室温下干燥，然后加入30微升无RNA水进行稀释。使用Nanodrop 2000光度计（Thermo Fisher, Waltham, United States）测定分离RNA的数量和质量。高质量的总RNA样本具有A260/280比值≥1.9，表明没有污染物质。

总共分析了10个样本，包括5只训练8周的小鼠和5只同龄久坐小鼠，通过批量RNA测序进行。RNA测序文库使用NEBNext^? Ultra? II Directional RNA Library Prep技术（New England Biolabs, Ipswich, United States）根据制造商的说明和内部实验室质量控制生成。文库生成使用片段化、poly-T寡核苷酸和测序接头连接。一个RNA测序文库池由10个生成的RNA-Seq文库制备。模板扩增和聚类使用Illumina NovaSeq^? 6000下一代测序系统应用 exclusion amplification chemistry（Illumina, San Diego, United States）进行，其高输出模式使用1 × 100 bp单读化学进行。簇生成和RNA测序在NovaSeq Control Software（NVCS）v1.6.0（Illumina, San Diego, United States）的控制下操作。初级图像的处理在NovaSeq仪器上使用Real-Time Analysis（RTA）3.4.4 software（Illumina, San Diego, United States）进行。自愿跑轮模型的数据集已 deposited and publicly available under the following link: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/sra/?term=PRJNA811435。

成像和测序运行性能的评估利用了Illumina Sequence Analysis Viewer（SAV）v2.4.7（Illumina, San Diego, United States）。测序读数使用STAR（version 2.7.10a）与小鼠参考基因组（version GRCm39.107）比对。表达值（TPM）使用RSEM（version 1.3.3）计算。后处理在R/bioconductor（version 4.2.0）中进行，使用默认参数，除非另有说明。差异基因表达分析使用DEseq2（version 1.36.0）进行。使用小于0.1的 adjusted p-value（FDR）对显著变化的表达进行分类。基因集富集分析使用包‘fgsea’（version 1.22.0）进行，使用‘msigdbr’（version 7.5.1）的GO基因集（仅生物过程）。基因基于DEseq2检验统计量进行排名。分析限于大小在15到500之间的基因集。

统计分析

使用GraphPad Prism（Version 8, Inc., San Diego, California）进行统计分析。所有结果均以平均值和标准差表示。对正态分布的数据集进行单因素和双因素方差分析（ANOVA），包括多重比较以及配对和非配对学生t检验。对非正态分布的组使用Wilcoxon符号秩检验、Kruskall-Wallis检验或Mann-Whitney U检验。当P < 0.05（）、<0.01（）或<0.001（）时，认为差异显著。

结果

耐力训练诱导小鼠体重减轻和心脏肥大

图1A说明了研究设计，描述了2周、4周、8周和12周的不同训练组。在每个时间点，通过ECG门控PET/CT对小鼠进行心脏体积和功能的体内测量。对每组进行形态计量学（体重、心脏重量和胫骨长度）和组织学检查。在训练8周后和久坐对照组中进行心脏的RNA测序。

训练第四周时，训练组小鼠的体重显著低于久坐对照组小鼠（图1B）。4周训练组的平均体重为24.65克±2.71，而其久坐对照组为28.55克±2.47（p < 0.01）。在8周和12周训练后记录了类似的结果。8周训练的平均体重为25.96克±1.63，而久坐组为28.59克±1.53（p < 0.01），以及12周训练组为27.84克±1.80，而12周久坐组为30.50克±1.58（p < 0.05）。

为了确定耐力训练对心脏形态的影响，我们分析了不同训练组的心脏。有趣的是，在8周后，我们发现训练组小鼠的心脏质量比久坐对照组增加。图1C展示了训练8周后小鼠心脏的大体形态代表性图像。图1D描述了不同训练时间点各组之间心脏重量测量的结果。8周训练组显示心脏重量增加，表明对训练有反应，与其匹配的对照组相比（p < 0.05）。在12周训练组中也观察到一个强烈的趋势（p = 0.08），与其匹配的12周久坐对照组相比。在2周和4周训练组中未观察到耐力训练对心脏质量的影响。为了避免任何混淆因素，我们分析了心脏重量/胫骨长度比值作为心脏肥大的有效指标（图1E）。8周训练小鼠的心脏重量/胫骨长度比值与对照组相比存在显著差异（p < 0.001）。4周和8周训练组之间方差齐性的F检验不显著（F检验：p = 0.5）。使用F检验对4周和8周久坐组和训练组进行ANOVA分析显示相同结果，反对8周组低变异性的影响（F检验：p = 0.1）。

此外，12周训练动物的心脏重量/胫骨长度比值显著高于其久坐对照组（p < 0.05）。这一发现也证实了我们的假设，即作为对实验动物强迫慢性耐力训练的反应，心脏质量的持续增加被观察到，从8周开始作为一个关键时间点。

小动物PET/CT衍生的心脏功能分析

在本研究中，8周的耐力训练基于形态计量学分析促进了心脏肥大。此外，我们探讨了强迫慢性耐力训练是否影响左心室（LV）体积和功能。在我们的动物实验中，我们进行了专用小动物PET/CT图像采集以评估LV体积。图2A说明了在舒张末期和收缩末期左心室¹⁸F-FDG摄取的三个轴（冠状面、水平长轴和垂直长轴）。分析使用市售的QGS软件进行，以 enable ECG-gated function analysis from PET data from 3D reconstructed images，如图2B所示。

不同时间点训练心脏的功能性心脏分析如图2C所示。在相应的实验组中，久坐和训练动物之间的EDV、ESV和SV未检测到显著差异。8周训练组的EF与久坐组相比保持稳定（训练：85.00% ± 9.64 vs 久坐 83.78% ± 8.61, p = 0.78）。在2周、4周和12周组中 appreciated 了类似的参数关系，没有在相应的统计分析中显示显著性。此外，通过将获得的平均心率/分钟乘以SV来计算心输出量（CO），以微升/分钟表示。图2D和E显示了不同时间点心率/分钟和CO的数据。跑步组的心率/分钟和CO差异无统计学意义。

强迫耐力训练后CM尺寸向更大表面积转变

我们对不同训练方案的表型表征揭示了在跑步机上强迫运动训练8周后心脏重量/胫骨长度比值增加。因此，我们通过组织学进一步检查这些变化。我们量化了CM横截表面积作为评估心脏肥大的可靠方法。图3显示了比较心脏中部乳头肌高度横切的CM横截面积的免疫荧光图像代表性图像。然后根据SYTOX-green染色的细胞核的相应数量对CM进行计数，并计算周缘WGA染色的细胞膜。表面积被制成表格，并比较训练组和久坐对照组。此外，按表面积大小相应类别的细胞数量百分比更好地反映了细胞大小分布。图3A-C显示，0周训练组与其久坐对照组之间的平均细胞大小没有显著差异（178.90 μm2 ± 33.08 vs 175.10 μm2 ± 27.86, p = ns），CM数量-大小比例也是如此。此时两个组的大多数CM几乎相同地位于101-200 mm2区间。相反，我们发现8周训练组和对照组之间的平均CM表面积存在统计学显著差异（315.10 μm2 ± 32.94 和 173.50 μm2 ± 20.41, p < 0.001；图3J-L）。8周训练组中CM数量百分比向更大表面积的转变证明了心脏肥大。

所有训练组中训练组和久坐组之间差异平均细胞大小（以μm2计）的量化以及CM横截面积的转变如图3D-O所示。图3M-O显示12周训练组的平均CM表面积大于久坐组（276.80 μm2 ± 23.37 vs 153.30 μm2 ± 20.90, p < 0.001）。在8周和12周训练组中也观察到CM大小向更大表面积（201-300 mm2）的转变。因此，我们分析了作为强迫耐力运动反应的生理性肥大是否伴有病理学标志，如炎症和/或纤维化。用苏木精-伊红染色的心脏切片未可视化炎症细胞浸润，天狼星红未识别纤维化区域，纤维化基因表达也没有变化。

总之，我们的数据表明，运动动物的心脏肥大从强迫训练8周开始变得明显，并达到平台期。在8周和12周训练组中记录了CM表面积的最大倍数变化，显示与久坐对照组相比CM增大约1.8倍。同时，2周和4周训练组仅显示与其久坐对照组相比CM增大1.26和1.34倍。

强迫运动比自愿跑步诱导更深刻的心脏基因表达

为了更好地理解运动诱导的心脏重塑机制，我们使用久坐对照组和训练8周的心脏样本进行了批量RNA测序。使用Illumina NovaSeq^? 6000下一代测序系统（Illumina, San Diego, USA）获得了久坐和训练心脏的转录谱。我们将我们的强迫跑步数据集与先前发布的8周自愿跑步模型数据集进行比较，以比较模型并获得对基因表达谱的更好洞察。

图4A描绘了火山图，显示了强迫和自愿跑步模型之间的平均表达水平和比较程度