磁性标记iPSC来源细胞外囊泡实现MRI/MPI引导的心肌梗死再生治疗

本文推荐了一种创新的诊疗一体化平台：通过超顺磁性氧化铁纳米颗粒（SPIO）电穿孔标记诱导多能干细胞来源的细胞外囊泡（iPSC-EVs），创建了兼具心肌修复功能与双模态磁共振成像（MRI）/磁粒子成像（MPI）追踪能力的“磁性iPSC-EVs”（magneto-iPSC-EVs）。该研究优化了标记工艺（300 V, 2×10 ms脉冲），实现了1.77 ng Fe/106 EVs的高载量，体外检测灵敏度达107 EVs。在小鼠心肌缺血再灌注模型中，磁性iPSC-EVs（2×109）通过心肌内注射后可被MPI无创追踪7天，并经MRI和组织学验证其滞留；治疗方面，磁性iPSC-EVs与天然iPSC-EVs均显著改善心功能（左室射血分数提升37.3%，瘢痕面积减少61.0%），为心血管再生医学提供了细胞治疗替代方案。

　　

摘要

干细胞来源的细胞外囊泡（EVs）为心血管再生医学提供了一种有前景的无细胞策略。本研究开发了封装超顺磁性氧化铁（SPIO）纳米颗粒的磁性标记诱导多能干细胞来源EVs（magneto-iPSC-EVs），用于心肌梗死的影像引导再生治疗。iPSC-EVs按照MISEV2023指南分离、表征，并使用优化电穿孔条件（300 V, 2 × 10 ms脉冲）加载SuperSPIO20纳米颗粒，实现了1.77 ng Fe/10⁶ EVs的高载量效率。体外结果显示，磁性iPSC-EVs可被MPI和MRI灵敏检测，检测限约为10⁷ EVs。在小鼠心肌缺血再灌注模型中，心肌内注射的磁性iPSC-EVs（2 × 10⁹）可通过体内MPI无创成像7天，并经离体MRI和普鲁士蓝染色证实其存在。治疗上，天然和磁性iPSC-EVs均显著改善心脏功能，左室射血分数增加37.3%，瘢痕大小减少61.0%。该研究凸显了磁性iPSC-EVs作为心血管再生医学无细胞方法的潜力，兼具无创成像能力和心肌修复治疗益处。

引言

心血管疾病（CVD）仍是全球主要的死亡原因和公共卫生负担。心肌梗死（MI）后，即使恢复冠脉血流，随后的炎症反应也会造成额外损伤，即心肌缺血再灌注损伤。成人心脏干细胞数量有限，自我修复和再生能力受限。过去二十年间，干细胞疗法被广泛研究，其治疗效应主要通过旁分泌机制，尤其是细胞外囊泡（EVs）介导。其中，iPSC来源的EVs通过抗凋亡、抗炎和促血管生成活性，显示出心脏修复潜力。目前有超过60项利用EVs作为治疗剂的介入研究，其中40项涉及干细胞来源的EVs，包括两项III期临床试验。

尽管临床前结果鼓舞人心且临床试验正在进行，但临床转化的一个关键障碍是无法无创追踪EVs在靶点的生物分布和滞留。这限制了给药方案、递送途径和治疗方案的优化。当前EV追踪方法如光学成像组织穿透性不足，核医学成像如SPECT和PET不适用于重复成像。磁共振成像（MRI）因其优异的软组织对比度、无电离辐射和临床可用性，为EV追踪提供了有吸引力的解决方案。研究者先前开发了使用表面修饰超顺磁性氧化铁纳米颗粒（SPIOs）的磁性标记策略，可实现全身递送EVs的MRI追踪。然而，仍存在一些局限性：标记效率有限、MRI仅提供相对定量、以及缺乏磁性标记后EV功能和体内疗效的全面评估。

本研究报道了完全优化的磁性标记iPSC来源EVs（magneto-iPSC-EVs），用于双模态磁粒子成像（MPI）和MRI追踪，同时保持其治疗效力。MPI是一种新兴的基于示踪剂的成像技术，直接特异性检测超顺磁性示踪剂（即SPIOs），相比MRI具有零组织背景信号、线性定量响应和热点成像能力。MPI的定量准确性与MRI的空间分辨率相结合，可为影像引导的EV治疗创建理想的诊疗平台。

本研究目标是建立一个创新的诊疗EV平台，将先进成像能力与治疗性干细胞来源EVs相结合，用于MI的精准治疗。为此，首先优化磁性标记方案以实现MPI和MRI双模态成像，增强定量评估EV生物分布的精确性；其次，通过全面的体外和体内实验严格评估这些磁性EVs的效力和治疗效能，确认其再生特性。

方法

材料

树枝状超顺磁性氧化铁（SPIO）纳米颗粒（核心直径=20 nm，SUPERSPIO20@D1-2P）购自SuperBranche。六组氨酸肽购自GenScript。所有其他化学品购自Sigma-Aldrich。尺寸排阻色谱使用qEV1柱（70 nm）进行。蛋白质定量使用Pierce Micro BCA蛋白质测定试剂盒，RNA定量使用Quant-iT RiboGreen RNA测定试剂盒。

细胞

人BC1诱导多能干细胞（iPSCs）在Essential 8（E8）培养基中维持，并补充10 μM Y-27632 ROCK抑制剂。在解冻后第3至12代期间，收集第2天和第3天的细胞培养上清液用于EV分离。

EV分离与表征

EVs分离采用先前描述的方法。简要而言，人iPSC条件培养基依次离心去除细胞和碎片，上清液使用Amicon Ultra-15离心过滤器（100 kDa）浓缩，随后使用qEV1（70 nm）柱进行尺寸排阻色谱（SEC）纯化。收集EV富集组分，进一步浓缩至约1×10¹¹ EVs/mL。使用纳米流式细胞仪定量EVs数量。分离的EVs根据MISEV2023指南，针对EV生物标志物（CD9）和非EV生物标志物（Calnexin）进行表征。EVs尺寸通过动态光散射（DLS）和透射电子显微镜（TEM）测量。

EVs磁性标记

SuperSPIO20-His合成采用改良方案。简要而言，树枝状SPIO与EDC/NHS溶液混合活化羧基，随后加入六组氨酸肽，调整pH至7.4，孵育后使用Amicon Ultra-100K柱纯化。

电穿孔使用Celetrix EX+电穿孔仪进行。将iPSC-EVs与SuperSPIO20-His在选定缓冲液中混合，加入电穿孔池进行电穿孔。样品随后使用Ni-NTA柱纯化去除未封装的SPIOs。纯化EV产物中的铁含量通过测量500 nm紫外吸收确定。

首先研究了不同电穿孔缓冲液对电穿孔诱导EV损伤的保护作用。测试缓冲液包括：10 mM磷酸钾缓冲液（KPBS, pH=7.4）、含50 mM蔗糖的KPBS、含50 mM海藻糖的KPBS、以及电穿孔仪制造商提供的Celetrix电穿孔缓冲液。基于初步测试，选择含50 mM海藻糖的KPBS溶液用于所有后续研究。

为优化电穿孔条件，研究了电压、脉冲长度和脉冲数对标记效率和EV尺寸的影响组合：电压（200/250/300/350/400 V，10 ms，1脉冲）、脉冲长度（2/5/10/20 ms，300 V，1脉冲）、脉冲数（1/2/5/10脉冲，300 V，10 ms）。电穿孔前后使用MicroBCA蛋白测定试剂盒和RediPlate 96 RiboGreen RNA定量试剂盒评估囊泡蛋白和RNA。

结合在Ni-NTA柱上的SuperSPIO20-His使用含2.5 M咪唑的缓冲液洗脱。

囊泡内SuperSPIO20的稳定性

为评估EVs内封装的SuperSPIO20的稳定性，在7天内不同时间点评估了磁性EVs中SuperSPIO20的滞留情况。简要而言，将磁性EVs在室温PBS或37°C胎牛血清（FBS）中孵育。每个时间点，使用Ni-NTA纯化去除释放的游离SuperSPIO20-His，剩余囊泡内SuperSPIO20含量使用基于ferrozine的比色法测定。

RNA-Seq文库制备与测序

从天然iPSC-EVs和磁性iPSC-EVs中分离总RNA，使用TRIzol和RNeasy Mini Kit按照制造商方案进行。外泌体小RNA下一代测序（NGS）由Novogene Corporation Inc.进行。小RNA标签使用Bowtie与参考基因组比对，已知miRNA通过将比对标签映射至miRBase 20.0并使用miRDeep2和srna-tools-cli等改良软件工具进行识别。使用DESeq R包进行天然iPSC-EVs和磁性iPSC-EVs之间的差异表达分析。p值使用Benjamini & Hochberg方法进行多重比较校正，调整后p值阈值0.05设定为显著差异表达。

缺氧/复氧（H/R）测定

使用大鼠心脏H9c2细胞作为细胞H/R模型评估EVs的心脏保护作用。H9c2细胞在高糖DMEM中培养。通过将H9c2细胞在低糖无FBS的DMEM中于1% O₂（缺氧）气氛下培养6小时，随后在正常20%氧气下培养48小时（存在天然或磁性iPSC-EVs，1×10⁹/mL）建立细胞H/R模型。使用Annexin V/PI试剂盒染色后，通过流式细胞术测量凋亡细胞比率。

qRT-PCR

为评估EVs的抗炎作用，评估了其对M1极化巨噬细胞的影响。简要而言，将小鼠RAW 264.7巨噬细胞接种于12孔板培养3天。通过将细胞与脂多糖（LPS; 100 ng/mL）和干扰素-γ（IFN-γ; 10 ng/mL）孵育24小时诱导M1极化。极化后，将细胞切换至含PBS、10⁷天然iPSC-EVs或10⁷磁性iPSC-EVs的新鲜培养基中，再孵育48小时。收集RAW 264.7细胞，在TRIzol试剂中匀浆提取总RNA。使用Nanodrop 2000分光光度计测量RNA浓度。使用SuperScript III First-Strand Synthesis系统合成cDNA。cDNA作为模板通过qRT-PCR使用CFX96 Real-Time PCR系统进行基因扩增。qRT-PCR所用引物序列列于附表。PCR循环条件为95°C 3秒、60°C 15秒、72°C 15秒，共40个循环。为量化RNA表达并评估cDNA合成效率，将靶基因水平归一化至内参基因18S核糖体RNA（18S rRNA）的表达。

体外MRI和MPI

不同浓度（0.5 – 8×10⁹ EV/mL）磁性EVs在PBS中的T₂ MR弛豫时间使用Carr-Purcell-Meiboom-Gill（CPMG）方法在11.7T Biospec垂直孔MRI扫描仪上室温测量。采集参数为TR/TE=25000/4.3 ms，RARE因子=16，矩阵大小=64×64，平面内分辨率=0.25×0.25 mm，层厚=2 mm。所有数据使用MATLAB处理。T₂弛豫率（r₂）使用方程R₂ = R₂₀ + r₂ × C计算，其中R₂₀代表固有水横向弛豫率（R₂ = 1/T₂）。

使用Momentum MPI扫描仪表征SuperSPIO20和磁性iPSC-EVs的MPI特性。使用RELAX模块表征灵敏度和分辨率。粒子灵敏度定义为点扩散函数（PSF）峰值幅度归一化至铁含量（μg）。分辨率测量为PSF的半高全宽（FWHM）。还采集了2D冠状MP图像并使用ImageJ/Fiji分析。

动物模型与治疗

所有动物实验均按照机构动物护理和使用委员会批准的方案进行。使用雌性C57BL/6J小鼠。通过结扎左前降支（LAD）冠状动脉35分钟随后再灌注诱导心脏缺血再灌注损伤（IRI）。再灌注后立即通过三点心肌内注射给予治疗，总剂量为每只小鼠2×10⁹ EVs。动物随机分配接受盐水、iPSC-EVs或磁性iPSC-EVs。最终组间数量差异由于实验期间操作死亡率造成。所有死亡均记录并按照机构动物护理方案报告。还包括假手术对照组进行比较。

体内MPI

所有体内MP成像使用Momentum MPI扫描仪进行。在磁性iPSC-EVs给药后第1天和第7天，使用高灵敏度配置的3D成像模式扫描小鼠。选择这些时间点是为了评估初始递送成功和后续给药EVs的滞留情况。成像参数包括5 mT激励场幅度、5.7 T/m梯度场强度和45 kHz驱动频率。每个3D扫描包含21个投影（总采集时间=20分钟）。为便于图像配准，将两个基准标记（2 μg/mL SuperSPIO20溶液，100 μL于微量离心管中）置于样本架上的小鼠旁边。

每次MPI扫描后，将小鼠固定在样本架上使用定制3D打印适配器转移至显微CT扫描仪。使用IVIS Spectrum CT体内成像系统采集CT扫描，共720个投影，每个曝光时间20 ms。调整扫描区域以确保小鼠和基准标记均在视野内。使用相同支架进行MPI和CT成像，允许MPI和CT图像配准，确保精确空间对齐以进行准确解剖和功能分析。最终MPI扫描后，处死小鼠获取心脏。用PBS冲洗后，切除的心脏在4%多聚甲醛（PFA）中4°C固定至少24小时。

离体MRI

每个固定的心脏转移至装满无氢Fomblin的15 mL管中，使用配备20 mm鸟笼发射/接收体积线圈的垂直孔11.7T Bruker扫描仪评估离体高分辨率MRI。成像使用三维FLASH序列，参数为TE=6 ms，TR=150 ms，矩阵大小=310×240×145，视野（FOV）=12.06×9.48×5.68 mm，分辨率=39×39×39 μm³，5次平均，翻转角15°。MR图像首先使用ImageJ处理，磁性EVs分布的3D可视化使用3D Slicer Software 5.2.2进行。

心脏MRI

治疗后第30天，每只小鼠使用自门控FLASH序列（IntraGate FLASH, ParaVision 6.0）进行多切片电影心脏MRI。对于数据分析，通过手动勾画短轴切片上的心内膜和心外膜边界评估左心室容积。在舒张末期和收缩末期帧进行此勾画以计算舒张末期容积（EDV）和收缩末期容积（ESV）。为定量评估心脏功能，左心室射血分数（LVEF）使用公式（EDV-ESV）/ESV × 100%计算。

组织病理学

普鲁士蓝染色：离体MRI后，小鼠心脏石蜡包埋并切片成25 μm厚切片。按照先前发表的方案进行普鲁士蓝染色以检测组织内铁沉积。

Masson三色染色：心脏MRI评估后，获取小鼠心脏，固定在多聚甲醛固定液中，OCT化合物包埋并在-80°C速冻。使用冷冻切片机从心尖250 μm开始切割25 μm厚切片。组织切片使用Masson三色染色试剂盒按照制造商方案染色。所有显微成像使用配备DFC-9000-GT相机的Leica Thunder成像系统进行。

从Masson三色染色切片使用ImageJ软件量化纤维化面积。分割并测量纤维化（蓝色）和存活心肌（红色）区域，计算纤维化百分比。

统计分析

所有数据表示为平均值±标准差，除非另有说明。使用GraphPad Prism version 10进行统计分析。对所有组（除假手术对照组n=4外）进行D'Agostino–Pearson检验以评估数据的正态分布，假手术对照组使用Shapiro–Wilk检验。使用非配对双尾Student t检验比较两个参数组。使用单因素方差分析（ANOVA）确定接受不同治疗（载体对照、iPSC-EVs、磁性iPSC-EVs）的三组小鼠之间的差异。使用Mann–Whitney U检验比较各组与未通过正态性检验的假手术组之间的差异。p值<0.05被认为具有统计学显著性。

结果

iPSC-EV生产

研究者开发并优化了iPSC-EV生产流程。选择使用浓缩商业尺寸排阻色谱（SEC），即iZON的qEV柱，进行可重复的EV分离。合并三个EV富集组分（7–9，各0.5 mL）。最终浓度约为4×10¹⁰ EVs/mL，源自105 mL条件培养基（约17–29百万细胞）。测定每10¹⁰ EVs的蛋白质和RNA含量分别为19.7 μg和400 ng，批次间变异小（变异系数<10%）。根据MISEV2023指南，通过EV标志物（跨膜蛋白CD9）和非EV标志物（Calnexin）确认了EV产品的质量和纯度。

优化磁性标记以实现iPSC-EVs的灵敏MPI和MRI检测

为生产具有高MRI和MPI可检测性的磁性EVs，研究者优化了电穿孔条件以最大化SuperSPIO20载量，同时最小化形态和功能影响。在优化前，进行了比较实验以确定在电穿孔过程中最能保护EVs的缓冲液。在测试的四种缓冲液中，补充50 mM海藻糖的磷酸钾缓冲液（KPBS）导致EV尺寸增加最小，表明其具有最优的保护效果。因此，选择KPBS + 50 mM海藻糖用于所有后续实验。

接下来，研究了电压和脉冲持续时间对SuperSPIO20标记效率和EV尺寸的影响。标记效率和EV尺寸均随电压近似线性增加。为平衡这两个因素，计算了标记效率与EV尺寸增加的比率，该比率随电压升高先增加后降低。确定了两个“最优值”：一个偏向更高载量效率，另一个最小化尺寸增加。由于优先考虑最大化MRI和MPI可检测性，选择300 V作为最优电压，提供高标记效率同时保持相对较小的尺寸增加。

类似地，分析了脉冲持续时间对标记效率和EV尺寸的影响。确定10 ms脉冲持续时间为最优，以提供高标记效率。有趣的是，在保持电压和总脉冲持续时间相同（300 V和10 ms）的情况下，改变脉冲数（2脉冲与10脉冲）之间标记效率无显著差异。基于这些发现，确立了SuperSPIO20载量的最优电穿孔条件为300 V、10 ms和2脉冲。这些参数实现了高标记效率且未显著增加EV尺寸。值得注意的是，纯化过程中去除的游离SuperSPIO20-His颗粒可以回收并再利用。使用含2.5 M咪唑的洗脱缓冲液，每次洗脱可成功从Ni-NTA柱回收约25%的SuperSPIO20-His。因此，此回收过程可显著降低磁性EV生产的总体成本。

使用优化电穿孔条件（300 V, 10 ms, 2脉冲），实现了1.77 ng铁每10⁶ iPSC-EVs的SuperSPIO20载量效率，对应6.9%的载量率，对颗粒尺寸影响适中（尺寸增加46%）。透射电子显微镜（TEM）图像证实了磁性EVs形态保存良好，平均尺寸为237.5 nm（测得SuperSPIO20核心尺寸为25.3 nm）。值得注意的是，观察到许多EVs载有多个SuperSPIO20颗粒。电穿孔后，测得蛋白质含量为95.0%±6.4%，RNA含量为86.6%±12.1%，表明EV功能保存良好。

磁性标记显示出相对稳定。在环境温度PBS中孵育7天导致约15%的SuperSPIO20从磁性iPSC-EVs中释放，表明相对稳定的保质期。类似地，在37°C血清中孵育7天后，测得78%的SuperSPIO20保留在EVs中，表明体内释放速率较慢。

进行体外模型MPI实验以解决两个关键问题：使用MPI检测磁性EVs的可检测性；以及MPI是否提供足够的灵敏度用于体内定量。弛豫测量结果显示，磁性iPSC-EVs产生高MPI信号（0.0551 AU/μg Fe），略高于游离SuperSPIO20（0.0418 AU/μg Fe），且接近商业MPI示踪剂Vivotrax（0.0583 AU/μg Fe）。磁性iPSC-EVs的半高全宽（FWHM）略大于SuperSPIO20（0.05 vs. 0.04）。MPI信号强度与EV浓度之间存在良好线性关系（r=0.92）。基于标准曲线，确定MPI的检测阈值（信噪比=3）为10 μL样品中1×10⁷ EVs，对应1×10⁹ EVs/mL。

使用浓度范围0.5至8.0×10⁹ EVs/mL（体积=20 μL）的磁性iPSC-EVs样品进行体外MRI测量。结果表明，MRI可检测性低至2.5×10⁸ EVs/mL（产生MRI信号变化?R2=1 s），对应20 μL样品体积中0.5×10⁷ EVs。这些发现证明MPI和MRI均在治疗浓度水平为检测和定量磁性iPSC-EVs提供了稳健的灵敏度。

磁性iPSC-EVs显示功能保存良好且具有治疗效力

为确定磁性iPSC-EVs的转录组谱以及电穿孔的影响，进行了小RNA-Seq分析。iPSC-EVs（天然和磁性）中许多高表达的小RNA具有抗凋亡和抗炎相关功能。特别是，三种小RNA（即miR-30d-5p、miR-26a-5p和miR-423-5p）先前已被报道对心肌梗死有益。重要的是，火山图分析显示两组之间仅有16个miRNA存在差异。热图和Pearson相关性结果表明天然和磁性iPSC-EVs之间无显著基因表达变化。这些结果表明磁性iPSC-EVs中小RNA的谱未因磁性标记而显著改变，证实磁性iPSC-EVs保留了其治疗功能。

接下来，研究了大鼠心脏H9c2细胞在H/R条件下磁性iPSC-EVs的心脏保护作用。与对照组相比，用天然EVs或磁性iPSC-EVs处理的细胞表现出显著更低的凋亡比率。具体而言，磁性和天然iPSC-EVs治疗组凋亡细胞百分比分别为19.0%±4.7%和17.2%±6.3%，而对照组为28.8%±2.9%。尽管天然EVs表现出比磁性EVs略高的保护作用，但此差异不显著。该实验进一步证实了磁性iPSC-EVs持续的心脏保护作用。

还比较了天然和磁性iPSC-EVs对LPS/IFN-γ刺激的M1极化Raw264.7巨噬细胞的免疫调节作用。结果表明，磁性iPSC-EVs孵育导致M2标志物（即TGF-β, Arg-1）上调和M1标志物（即Mcp-1, IL-6）下调，表明磁性iPSC-EVs具有与其天然对应物相似的免疫调节能力。

此外，还比较了磁性iPSC-EVs与iPSC-EVs在心肌（H9c2）、内皮（HUVECs）、上皮（人真皮成纤维细胞）和巨噬细胞（RAW264.7）中的选择性细胞摄取、血管生成能力（即HUVEC管形成和迁移划痕实验）以及在人工真皮成纤维细胞（hDF）上测试的抗纤维化功能。数据表明磁性iPSC-EVs和iPSC-EVs的功能性无显著差异。

MPI和MRI双模态检测心肌内注射的磁性iPSC-EVs

为评估使用MPI和MRI检测磁性iPSC-EVs的可检测性，将2×10⁹磁性iPSC-EVs（相当于3.5 μg铁）心肌内注射到遭受缺血再灌注损伤（IRI）的小鼠心脏中。实验时间线显示，体内MPI在注射后第1天和第7天进行，随后进行离体MRI和组织学分析。结果表明，体内MPI在注射后7天内对心脏中的磁性iPSC-EVs提供灵敏检测。通过比较心脏信号强度与含有已知SuperSPIO20浓度的基准标记（100 μL PBS中含200 ng）来量化MPI信号。第1天，信号与基准比确定为5.6:1，对应约1.12 μg Fe SuperSPIO20的滞留（32%滞留率）。至第7天，信号与基准比降低约50%，表明磁性EVs从心肌中显著清除。

通过相同的磁性标记，MRI也可用于可视化磁性EVs，为MPI提供高分辨率成像的互补方法。本研究证明了（离体）MRI评估心脏内磁性iPSC-EVs分布的能力。结果显示剩余的磁性EVs定位在梗死区域附近的三个注射部位。3D重建进一步证实了此分布模式。虽然本研究仅进行了离体MRI，但未来实验进行体内MRI不存在技术障碍。

MPI和MRI研究结果通过普鲁士蓝染色验证，证实铁标记EVs主要存在于心尖。值得注意的是，在注射部位外观察到稀疏的蓝点，表明可能被宿主巨噬细胞或其他免疫细胞摄取和重新分布。这些结果共同凸显了MPI定量EV随时间滞留以及MRI可视化其在心脏组织内空间分布作为两种互补成像模式的效用。

磁性iPSC-EVs的治疗效果

在单次治疗后30天，使用心脏MRI和Masson三色染色评估了磁性iPSC-EVs及其天然对应物的治疗潜力。盐水处理小鼠中，心肌梗死（MI）导致收缩末期左心室（LV）容积显著大于假手术组，表明常与收缩功能受损相关的病理性心室重构。用iPSC-EVs和磁性iPSC-EVs治疗有效逆转了此LV扩大，将容积恢复至与假手术对照相当的水平。磁性iPSC-EVs显著改善左心室射血分数（LVEF）37.3%，相比盐水对照组（60.2±10.0 vs. 43.9±10.6, p=0.0014），而天然iPSC-EVs显示略高LVEF（64.8±7.3），对应47.6%改善（p<0.0001）。磁性iPSC-EVs和天然iPSC-EVs组之间无显著差异（p=0.5117），表明两种治疗间疗效相当。

为进一步评估治疗结果，使用Masson三色染色评估纤维化（蓝色）相对于存活心肌（红色）。结果显示，与盐水组相比，iPSC-EVs和磁性iPSC-EVs组纤维化面积显著减少。高倍放大图像突出显示了盐水组中心室壁薄，而天然和磁性iPSC-EVs治疗小鼠表现出更厚的LV壁，具有更多存活心肌和更少纤维组织。定量