植物基支架与二维系统对猪间充质干细胞行为及脂质代谢的比较研究：培育脂肪生产的新策略

本研究系统评估了冷等离子体处理及不同涂层对植物基支架材料的影响，以增强猪间充质干细胞（pAD-MSCs）的黏附与增殖；同时探究了基础培养基配方及脂肪乳（Intralipid）添加对分化脂肪细胞脂肪酸组成的影响，为定制化培育脂肪产品的营养与功能特性提供了关键理论与技术支撑。

　　

1 引言

全球人口预计将从2024年的82亿增长至2050年代的91.5亿峰值，这对可持续未来、粮食安全和食品供应提出了巨大社会挑战。细胞农业技术，包括基于农业物种细胞体外培养的培育肉和培育脂肪，为传统畜牧业提供了更可持续的替代方案。脂肪在人体中具有多种重要功能，除了作为能量储存和提供机械支撑外，还在激素合成、信号通路和神经再生过程中发挥重要作用。

目前，大规模生产完全培育肉替代品仍然成本高昂。作为迈向完全培育牛排的第一步，结合植物基和动物细胞衍生成分的混合（也称为复合或混合）产品是最有希望的候选方案。培育脂肪的加入可以增强植物基产品的口感，从而提高客户接受度。因此，开发用于农业相关物种细胞大规模扩增的高效技术方法至关重要，包括适应适用于搅拌罐反应器的3D几何结构扩增、在支持生长的支架上培养以及探索不同材料作为支架选项以优化生产。

细胞农业产品推进的挑战之一是对胎牛血清（FBS）的依赖。这种培养基添加剂源自未出生的小牛，引发伦理问题，并与在没有动物痛苦的情况下生产培育肉和脂肪的目标相矛盾。由于资源有限，FBS越来越昂贵，而且其成分未定义，批次间组成可能不同。因此，使用化学定义的血清替代品对于培育肉和脂肪等产品的可持续和经济放大是必要的。

在天然脂肪中，结缔组织通过产生主要结构蛋白胶原蛋白和细胞外基质（ECM）的其他成分来负责脂肪组织的组织，从而实现其功能完整性。在传统细胞培养技术和组织工程中，脱细胞基质以及合成和天然支架通常用于提供3D结构支持。在培育肉和培育脂肪生产的新兴领域，可食用植物基支架具有巨大潜力。可食用支架不仅支持细胞生长，还能够模拟天然脂肪组织的质地和成分制造结构化脂肪。此类支架是一种可持续和生物相容的替代方案，用于支持细胞黏附、生长和分化，同时无缝集成到最终产品中，无需移除，从而增强工艺效率和可扩展性。

植物基支架通过静电纺丝、3D打印、冷冻干燥和溶剂铸造等技术制造，以创建用于细胞生长的多孔结构。最近，脱细胞植物支架和大豆蛋白片也显示出在培育肉生物制造中的 promising 结果。植物基支架的植物成分为混合产品促进了细胞的3D组织，为其提供了必要的细胞间和细胞-基质相互作用，同时为最终产品带来质地、结合特性和保湿性。

尽管植物基支架在培育肉方面前景广阔，但这些材料在支持细胞黏附、生长和分化能力方面仍有待充分探索。有几种方法可用于改善细胞对植物基材料的黏附，包括物理处理（如冷等离子体）和涂覆增强黏附的分子。冷等离子体处理广泛用于改变各种材料的表面特性，增强其支持细胞黏附的能力。通过向表面引入反应物种，冷等离子体处理增加了表面能、粗糙度和功能基团，从而改善合成和天然基质上的细胞黏附和增殖。另一种增强植物基支架上细胞黏附和增殖的策略涉及涂层的应用。具体来说，植物衍生基质可以涂覆ECM成分，如纤连蛋白、玻连蛋白或胶原蛋白。此外，具有黏附特性的物质，如聚赖氨酸（poly-L-lysine），也可用于此过程。

混合肉类替代品的烹饪特性受其脂肪酸组成的显著影响。饱和脂肪酸（SFA）具有较高的熔点、较硬的结构和在烹饪过程中较慢的熔化速度，满足可见脂肪渲染的需求，而单不饱和和多不饱和脂肪酸（MUFA和PUFA）在较低温度下更易液化，能够增强多汁性。然而，富含SFA的饮食与较高的心血管风险相关，同时MUFA和PUFA已知具有心脏保护特性。因此，评估支架和培养基配方对最终脂肪酸组成的影响，并定制该组成以满足不同最终产品的健康、感官特性和烹饪行为的要求至关重要。

在本研究中，我们评估了支架预处理（冷等离子体和涂层）对细胞黏附和生长的影响，以及不同培养基配方和使用不同植物蛋白基支架对猪培育脂肪的脂肪形成分化和脂质谱的影响。

2 材料与方法

2.1 细胞分离与培养

猪脂肪来源间充质干细胞（pAD-MSCs）的原代分离按照Williams等人的方法进行，略有修改。细胞从健康6个月大的猪的脂肪组织中分离，该猪来自实验室附近汉诺威周围1小时车程内的私人屠宰场。在生物安全柜中，将脂肪组织切成约1 mm3的小块，然后在HBSS中用1%胶原酶I和1%分散酶II溶液孵育。孵育后，向原始体积的切碎脂肪组织中加入相同体积的完全培养基Dulbecco改良Eagle培养基/营养混合物F-12（DMEM/F12），含10%胎牛血清（FBS）和1%青霉素/链霉素。将所得混合物以300 × g离心5分钟，将沉淀重悬于完全培养基中，通过40 μm细胞筛网过滤，并接种到T75培养瓶中，使用完全培养基。在80%–90%汇合度时，分离的细胞使用TrypLE detachment，计数，并冷冻保存或进一步培养。

细胞复苏后，接种到T175培养瓶中培养直至约80%汇合度。扩增至第3代后，用PBS洗涤细胞，用4 mL TrypLE detachment，并接种到支架上。使用Neubauer计数板进行细胞计数，以确定达到所需细胞浓度所需的适当体积。随后进行细胞接种。细胞在37°C、5% CO?的湿润培养箱中维持。培养基通常每2-4天更换一次，具体取决于细胞生长速率。

2.2 脂肪形成分化

对于脂肪形成诱导，使用补充了50 mg/L抗坏血酸-2-磷酸三钠盐的DMEM/F12或α-最低必需培养基 Eagle（α-MEM），均补充有1%青霉素/链霉素溶液；10 μg/mL胰岛素；2 μM罗格列酮；1 μM地塞米松；0.5 mM 3-异丁基-1-甲基黄嘌呤；和10% FBS。作为血清替代品，使用1%的NouSerum。3天的诱导阶段之后是18天的脂质积累阶段。在脂质积累阶段的18天期间，从脂肪形成诱导培养基中排除3-异丁基-1-甲基黄嘌呤，这种培养基的变体称为脂质积累培养基。脂质积累培养基每3天更换一次。

脂肪乳（Intralipid）是一种无菌、无热原的脂肪乳液， prepared for静脉注射作为卡路里和必需脂肪酸的来源。它由20%大豆油、1.2%蛋黄磷脂、2.25%甘油和注射用水组成。大豆油主要含有亚油酸、油酸、棕榈酸和亚麻酸。将脂肪乳以75 mg/L的浓度添加到诱导培养基和脂质积累培养基中，与未添加脂肪乳的对照组进行比较。

2.3 支架

本研究使用伽马辐照的静电纺丝衍生的植物基10 cm × 10 cm “Muskel Soy-Potato 1201RN”和“Muskel Potato 0100RN” flat支架片作为支架材料。

2.4 冷等离子体处理

采用低压（0.1–1 bar）电容耦合冷等离子体，使用围绕圆柱形几何形状周向排列的八电极配置。等离子体使用大气空气在13.56 MHz的射频下产生，最大功率输入为100 W。为了研究低压冷等离子体作为植物蛋白基支架表面处理对后续细胞黏附和增殖的影响，根据以下参数处理支架：功率和处理时间：30 s 50 W, 1 min 25 W, 1 min 50 W, 1 min 70 W, 5 min 25 W, and 5 min 50 W。

2.5 支架制备

支架材料作为完整的100 cm2支架片使用，或通过精密激光切割制备成2 cm2 sections。非无菌激光切割过程由大学技术车间进行，以确保支架件的准确性和均匀性。重要的是，切割支架时没有保护性塑料薄膜，以允许立即进一步处理。

切割后，将支架件放入培养皿中。通过将支架切块暴露于短波紫外线（UV-C）光10分钟在灭菌室中进行灭菌。灭菌后，支架 sections 进行涂层并用于实验。

2.6 聚赖氨酸和玻连蛋白预处理

使用150–300 kDa –α-聚赖氨酸氢溴酸盐（300 PLL）、3.5–4 kDa ε-聚赖氨酸盐酸盐（4 εPLL）和18 kDa ε-聚赖氨酸盐酸盐（18 εPLL）来制备和处理支架切块。首先，称量1 mg PLL并溶解在1 mL细胞培养级水中，所得溶液通过0.2 μm PES syringe filter进行灭菌过滤。然后，将储备溶液在无菌细胞培养级水中稀释至最终浓度0.444 μM，制备工作溶液。

随后，将单个支架切块放入24孔板孔中。对于整个支架片，在无菌条件下将支架片卷到血清学移液管上，然后通过使用移液管和镊子展开并 flatten 转移到T175细胞培养瓶中。

之后，向每个2 cm2支架切块小心添加160 μL PLL溶液，确保整个支架表面被液体覆盖。对于100 cm2支架片，使用8 mL PLL溶液。将处理过的支架在37°C孵育30分钟，然后通过抽吸去除多余溶液。24孔板中的支架切块在生物安全柜中干燥过夜。对于T175瓶中的整个100 cm2支架片，干燥过程持续2天。为了评估干燥步骤在PLL涂层程序中的重要性，将相应量的PLL溶解在完全培养基中，并在细胞接种期间直接应用于未处理的支架。

玻连蛋白涂层类似进行。将重组玻连蛋白储备溶液在无菌蒸馏水中溶解至最终浓度10 μg/mL，向每个2 cm2支架切块小心添加160 μL所得溶液，确保整个支架表面被液体覆盖。将处理过的支架在37°C孵育30分钟，然后通过抽吸去除多余溶液。24孔板中的支架切块在生物安全柜中干燥过夜。

2.7 细胞在植物蛋白基支架上的接种

接种程序如图所示。将160 μL细胞悬液缓慢添加到孔内2 cm2支架切块顶部，同时尝试不破坏表面张力以防止溶液扩散到孔侧。在37°C、5% CO?孵育30分钟后，添加剩余的860 μL完全培养基（含2 ng/mL碱性成纤维细胞生长因子2 (bFGF2)），并将培养板在39°C、5% CO?下孵育，持续实验期间。

2.8 从2D和支架培养中收获细胞

为了从2D培养中收获细胞，将培养基转移到50 mL管中，以500 × g离心5分钟以沉淀脱落的细胞。在离心过程中，用刮刀刮取培养瓶中剩余的细胞层并转移到冷冻管中。离心后，将50 mL管中的沉淀重悬于200 μL PBS中，并添加到冷冻管中。然后将小瓶以300 × g离心5分钟，弃去上清液，细胞在液氮中速冻，然后在?80°C储存直至进一步处理。

对于3D培养的细胞，用镊子将支架汇集到5 mL玻璃小瓶中进行脂质提取或50 mL管中进行流变学测量。尽管细胞直接接种在支架上，但一些细胞黏附在T175瓶的底部，在支架存在下增殖和分化。这些细胞也被单独收获和分析。对于GC脂质谱分析，将支架和细胞团块用无菌PBS洗涤直至上清液清澈，并在洗涤之间以500 × g离心5-10分钟。洗涤后，弃去上清液，样品用氮气冲洗，密封，并在?20°C储存直至使用。

2.9 细胞固定和染色

为了进行显微镜分析，用4%多聚甲醛（PFA）固定溶液固定支架上的细胞，通过抽吸 present 培养基并添加250 μL/cm2固定溶液。在室温孵育至少20分钟或在4°C储存后，进行进一步的染色步骤。

为了用DAPI染色细胞核，去除固定溶液，用1 mL蒸馏水洗涤细胞。向每孔小心添加300 μL 0.1% DAPI染色溶液（溶于蒸馏水），并在室温避光孵育30分钟。随后，抽吸染色溶液，样品用1 mL/孔蒸馏水冲洗一次，用1 mL/孔 PBS冲洗两次。

对于脂质染色，将DAPI染色的样品与300 μL 0.1% BODIPY（溶于PBS）在室温避光孵育30分钟。孵育后，样品用每孔1 mL PBS冲洗两次，并在4°C避光储存以备进一步分析。

染色后，使用BioTek Cytation 5细胞成像多模式阅读器，利用Gen5软件分析样品。

2.10 图像分析与量化

使用Fiji软件分析显微照片。分化效率系数计算为视野中分化细胞数量与总细胞数（DAPI染色的细胞核）的比率，以百分比表示。

2.11 CellTiter-Blue活力测定

在细胞接种后第1、4和8天进行CellTiter-Blue（CTB）测定，以间接观察随时间变化的活力和细胞增殖。对于测定，在完全DMEM/F12培养基（补充有2 ng/mL FGF2）中制备10% CTB溶液。将完全培养基更换为1 mL 10% CTB溶液，并在37°C、5% CO?下孵育2小时。使用荧光酶标仪在544 nm激发波长和590 nm发射波长下对100 μL样品进行荧光分析。

2.12 冷冻干燥和总脂质提取

在冷冻干燥之前，将样品冷冻3小时（小样品）至过夜，具体取决于样品大小。使用冷冻干燥机将冷冻样品lyophilize 24小时，并在?80°C储存。对于总脂质提取，采用改良的甲基叔丁基醚/甲醇（MTBE/甲醇）提取方法处理样品。简要地，将样品放入预先称重的5 mL玻璃小瓶中，并用等重量的1:4 MTBE覆盖，随后在25%振幅下超声处理3分钟，采用20 s脉冲和15 s暂停。将样品孵育10分钟，偶尔涡旋，然后加入1 mL蒸馏水并额外涡旋20 s。为了诱导三相分离，将样品在39°C以4700 × g离心10分钟。将顶部有机相转移到新的预先称重的玻璃小瓶中，并重复提取两次。最后，在氮气流下干燥样品72小时，称重，然后在?20°C储存。

2.13 气相色谱分析

对于气相色谱（GC）分析，制备脂质提取物并根据改良的 Christie 等人（1981）方法进行脂肪酸甲基化。简要地，将每个样品100 mg溶解在1 mL正己烷（100 mg/mL）中，置于4 mL玻璃小瓶中。轻轻振荡后，加入1 mL 1%甲醇钠甲醇溶液以允许 trans-酯化。将样品加热至60°C持续30分钟，冷却以允许相分离，并用1 mL去离子水萃取正己烷相两次。用硫酸钠去除正己烷相中的残留水分，将干燥的样品转移到新的GC小瓶中，稀释（1:100, v/v），并在4°C储存直至分析。使用带有火焰离子化检测器（FID）和DB-5MS UI毛细管柱的气相色谱仪分析培育脂肪样品的脂质谱。注射约1 μL样品，温度程序如下：40°C保持5分钟，然后以10°C/min升至230°C，以5°C/min升至250°C，最后以10°C/min升至300°C。通过将保留时间与标准混合物进行比较来鉴定脂肪酸甲酯。

2.14 扫描电子显微镜

为了评估支架表面，进行了扫描电子显微镜检查。将用3,5-4 kDa ε-聚赖氨酸处理的马铃薯蛋白基支架在室温下干燥。用高真空溅射镀膜机覆盖碳，随后在扫描电子显微镜上分析。

2.15 统计分析

使用OriginLab 2022软件通过单因素方差分析（one-way ANOVA）检验进行统计分析。

3 结果与讨论

3.1 支架处理对细胞黏附与生长的影响

本研究选择了两种类型的植物蛋白基支架：马铃薯大豆蛋白基和马铃薯蛋白基纤维支架。选择马铃薯基支架的科学依据在于其水合后良好的机械性能。在培养基中溶胀时，马铃薯蛋白基支架形成柔软的凝胶状结构，有利于促进MSCs的脂肪形成分化。相比之下，马铃薯-大豆支架保持更坚固的扁平结构，为细胞培养提供独特的机械环境。Xiang等人证明，较软的3D支架相比更硬的支架增强脂肪生成，可能是由于有利的机械转导通路。因此，使用马铃薯蛋白基支架符合我们优化培育脂肪生产脂肪形成分化的目标。

优化结构化培育脂肪的生产始于最大化细胞黏附，以便在接种后支架上有最大数量的细胞可用。这种方法能够实现高效、可重复和稳健的工艺。为了研究细胞在马铃薯蛋白基支架上的黏附，首先将未处理的样品接种pAD-MSCs，并通过CellTiter-Blue活力测定在8天的培养期内评估细胞生长。

在8天的过程中，未处理支架上的活细胞数量几乎翻倍，显示出不足以满足潜在工业应用需求的生长速率。

尽管植物基支架具有固有的生物相容性，但最近的研究表明，与细胞培养瓶相比，使用脱细胞菠菜叶作为支架材料会导致细胞增殖减少。这可以归因于菠菜叶支架的机械刚度不足，可能阻碍细胞黏附和 subsequent 增殖。此外，涉及豌豆蛋白分离物支架的研究显示，在细胞扩增阶段，代谢活性和增殖率欠佳。

冷等离子体广泛用于处理表面以增强细胞黏附，同时提供材料灭菌的额外好处。本研究中使用的具体处理参数基于先前研究选择，包括酚类化合物，这些研究表明样品材料对 prolonged 等离子体暴露特别敏感， due to 温度升高和 prolonged 冷等离子体活性氧和氮物种，这可能改变蛋白质结构并影响酶活性。这些处理条件与一项相关研究中检查冷等离子体对玉米醇溶蛋白膜影响所实现的表面改性相一致，从而提供了比较背景。对马铃薯基支架应用大气冷等离子体处理以促进pAD-MSC黏附。对支架应用可变时间暴露和功率设置。冷等离子体处理后，将支架样品重新灭菌并接种细胞。在接种后第1、4和8天通过CellTiter-Blue活力测定评估细胞活力。在测试的暴露时间和应用功率设置下，大气冷等离子体处理马铃薯基支架不会改善细胞黏附和在支架上的活力。尽管等离子体处理表面改性已被证明促进各种材料上的细胞黏附，包括聚己内酯、玉米醇溶蛋白膜和脱细胞动物衍生基质，但在所选条件下，它对马铃薯蛋白基支架的效果似乎较差。

在实验室处理过程中，冷等离子体处理的支架在暴露于水溶液时表现出比未处理支架更明显的亲水性。这种效应可能是由于在大气氧气存在下冷等离子体处理期间在支架表面引入了额外的极性官能团，从而增强了材料与水分子相互作用的能力。未来的研究应纳入亲水性（例如通过接触角测量）、表面电荷（zeta电位测量）和化学组成（XPS/FTIR）的定量评估，以进一步将材料特性与细胞响应相关联。这将使得能够更严格地优化支架表面工程方法。此外，对聚赖氨酸和玻连蛋白处理的支架进行了定性处理，表明与未处理支架相比静电电荷积累减少，尽管未通过直接表面电位或接触角测量进行量化。此外，注意到亲水性略有增加，尽管这些效应未通过直接表面电位或接触角测量进行量化。

pAD-MSCs是锚定依赖性细胞，其代谢和增殖取决于对基质的黏附。这种黏附发生在细胞膜中的细胞黏附分子和具有特定 motif（例如RGD motif）的ECM蛋白之间。然而，植物衍生支架缺乏哺乳动物ECM典型的几个重要生物活性序列，这些序列是有效细胞黏附所必需的。因此，另一种增强细胞黏附和增殖的方法是用促进附着的分子涂覆支架，例如常用的玻连蛋白和纤连蛋白。然而，这些化合物的高成本使得它们对于培育产品的成本效益生产来说是 prohibitive。聚赖氨酸是由多个赖氨酸残基组成的合成聚合物。它带正电荷，使其能够与带负电荷的细胞膜静电相互作用。这使得它可用于促进细胞对各种表面的黏附，并且比整合素更具成本效益。由于存在两个氨基，赖氨酸可以根据α-氨基或ε-氨基参与肽键形成以不同方式聚合。在本研究中，使用玻连蛋白、α-聚赖氨酸（PLL）和ε-聚赖氨酸（εPLL）用于支架涂层。正如预期，在玻连蛋白处理的支架上观察到最高的细胞黏附和增殖，因为这种ECM蛋白通过与整合素相互作用并促进焦点黏附来增强细胞黏附。尽管玻连蛋白可以重组生产，但其高成本和生产复杂性使其不适合用于培育脂肪的成本效益工业规模生产。在PLL处理的支架上发现了 comparable 结果。特别是，低分子量（3.5–4 kDa）εPLL比18 kDa εPLL和150–300 kDa PLL更能促进细胞黏附和增殖。然而，在接种过程中将PLL添加到培养基中（300 kDa PLL without drying）并没有改善支架上的细胞黏附和活力，强调了接种前干燥步骤的重要性。

PLL是一种广泛用于生物医学和细胞培养应用的聚合物， due to 其多功能特性。例如，PLL已被证明促进哺乳动物细胞培养中的细胞黏附，并且进一步证明它增强细胞在聚乳酸-羟基乙酸共聚物（PLGA）微球上的生长。还观察到PLL改善细胞黏附、迁移和 overall 细胞活力，包括在用于细胞封装的藻酸盐微凝胶中增强增殖。Lee等人还报道，PLL对3T3-L1细胞的脂肪形成分化具有分子量依赖性效应，可能是由于与胰岛素受体相互作用。由于其良好的性能和成本效益，选择3.5–4 kDa εPLL over 玻连蛋白作为后续实验的涂层试剂。

如图显示，用3.5–4 kDa ε-聚赖氨酸处理马铃薯蛋白基支架会引起显著的形态变化。扫描电子显微照片显示，未处理支架最初松散纤维网络在涂层后变得更密集，导致孔径显著减小。这些结构变化 expected 通过增加可用于细胞黏附和 subsequent 增殖的表面积来增强细胞-支架相互作用。此外，ε-聚赖氨酸是一种食品级添加剂，具有抗菌特性，使其成为培育肉行业应用的有希望的候选者。

接下来研究了pAD-MSC在PLL涂层植物基支架上的脂肪形成分化。比较了两种植物材料作为支架：马铃薯和马铃薯-大豆。此外，评估了四种实验条件对脂肪形成分化的影响：（1）含10% FBS的α-MEM，（2）补充抗坏血酸和10% FBS的DMEM/F12培养基，（3）在两种测试培养基中包含脂肪乳补充，以及（4）添加血清与血清替代品。

脂肪乳是一种脂肪乳液，含有大豆油、蛋黄、磷脂、甘油和水， approved for医疗用途。在本实验中，脂肪乳用作大豆油中发现的脂肪酸来源，可以促进脂肪细胞中的脂肪生成和脂肪积累。添加脂肪乳到基于DMEM/F12（补充抗坏血酸）的脂肪形成培养基中，在两种类型的支架上导致更有效的脂肪形成分化。值得注意的是，当在DMEM/F12中添加额外脂肪乳培养时，马铃薯支架上的细胞与马铃薯-大豆支架上的细胞相比表现出更好的分化。然而，当使用α-MEM作为基础培养基时，未观察到这一点。当10% FBS被1% commercially available compound NouSerum（NouS）替代时，脂肪形成分化与含血清条件相当。在这里，添加脂肪乳并没有显著改善脂肪形成分化。值得注意的是，在无血清条件下，分化的细胞比在含10% FBS培养基中分化的细胞更大。此外，在马铃薯基支架上，在含1% NouS的α-MEM基础诱导和脂质积累培养基（补充脂肪乳）中培养的 observed 总细胞数显著低于其他条件。

为了对pAD-MSC在植物基支架上的脂肪形成分化进行定量分析，计算分化效率系数作为分化细胞数与总细胞数的比率。

这种定量评估支持了定性发现：在马铃薯蛋白基支架上，向DMEM/F12基础培养基添加脂肪乳导致分化效率 statistically significant 增加，而在马铃薯-大豆蛋白基支架上未观察到这种效应。当向补充10% FBS的α-MEM培养基添加脂肪乳时，未观察到 statistically significant 改善。相反，用1% NouSerum替代10% FBS导致两种支架类型的脂肪形成分化非显著减少。

Lengi等人证明，向基于DMEM的含FBS脂肪形成分化培养基添加脂肪乳导致过氧化物酶体增殖物激活受体γ（PPAR-γ）转录水平增加，从而促进脂肪细胞分化。如上所述，脂肪乳的关键成分是乳化大豆油，含有亚油酸、油酸、棕榈酸和亚麻酸。Ruiz-Vela等人证明，当用棕榈油酸、油酸、岩芹酸、反油酸、芥酸和亚油酸培养时，人类癌细胞可以转分化为脂肪样细胞。还已经描述，用棕榈酸和亚油酸培养牛基质血管细胞导致PPAR-γ转录水平的剂量依赖性增加。

血清free培养基中脂肪形成分化较低可以通过缺乏血清通常提供的关键生长因子、激素和细胞外基质成分来解释，这些对于脂肪形成通路的激活和脂质积累的促进是必要的。然而，出于动物福利和开发 cultured meat 的无动物生物工艺的原因，必须在最终工业过程中避免使用FBS。我们的结果表明，尽管pAD-MSCs可以在没有FBS的情况下分化，但在这些条件下，分化程度和细胞数量都较低。这表明未来需要开发改进的FBS替代品配方。

迄今为止，基础培养基对pAD-MSC脂肪形成分化的影响尚未 exhaustively 研究。然而，DMEM广泛用于pAD-MSCs的脂肪形成分化，而α-MEM似乎较少用于MSC。然而，总的来说，DMEM/F12和α-MEM都被描述为人类脂肪干细胞脂肪形成分化性能最好的基础培养基配方。出于这个原因，我们在本研究中测试了pAD-MSC分化的基础培养基。尽管对组织工程植物基支架的兴趣日益增长，但它们对培育肉和脂肪应用的潜力仍未充分探索。然而，干细胞在这些支架上的成功细胞生长和分化突出了它们在此类应用中的 promise。

此外，进行了脂质积累的定量评估。对于此分析，通过计算提取脂肪质量与样品干质量的比率来分析来自马铃薯支架的最佳性能培养基配方（DMEM/F12 + 抗坏血酸 + 10% FBS）的样品。支持荧光显微镜数据，显示从用脂肪乳培养的细胞中提取的脂质产量高于未用脂肪乳培养的细胞。从3D（支架基）样品中提取的脂肪份额相对较低可以通过 resulting 培育脂肪中 scaffolding 材料含量相对较高来解释。

3.2 脂肪酸组成

脂肪的脂肪酸组成反映了其营养和物理品质。单和多不饱和脂肪酸（MUFA和PUFA）由于其心脏保护特性是健康饮食的有价值组成部分。饱和脂肪酸（SFA）含量表征了对食品制造