利用SLC20A1基因敲除实现融合型GaLV糖蛋白的稳定表达以促进慢病毒载体生产

《Molecular Therapy Methods & Clinical Development》：SLC20A1 knockout to stably express a fusogenic gibbon ape leukemia virus envelope glycoprotein for lentiviral vector production

本研究针对慢病毒载体(LV)生产中因包膜糖蛋白GaLVΔR的融合活性导致细胞毒性这一难题，通过CRISPR-Cas9技术敲除其细胞受体SLC20A1基因，成功构建了能够稳定表达GaLVΔR且无合胞体形成的293T SLC20A1-KO细胞系。该细胞系支持连续4周的LV生产，滴度可达4.2×105 T.U./mL，为基因治疗提供了新型稳定生产平台。

　　

在基因治疗领域，慢病毒载体（Lentiviral Vectors, LVs）因其能够有效转导非分裂细胞而成为重要的基因递送工具。目前已有十种基于LV的基因治疗产品获批上市，其中六种用于CAR-T细胞免疫治疗。然而，LV的大规模生产仍面临挑战：传统采用293T细胞的瞬时转染方法存在批次间差异大、生产成本高、生产窗口短等问题。更重要的是，某些病毒包膜糖蛋白（如常用的VSV-G）对生产者细胞具有细胞毒性，阻碍了稳定生产细胞系的建立。

为突破这一瓶颈，研究人员将目光投向长臂猿白血病病毒（GaLV）包膜糖蛋白。该蛋白对造血细胞具有天然趋向性，特别适合血液系统疾病的基因治疗。但野生型GaLV需要蛋白酶切割胞质尾才能激活融合功能，而慢病毒蛋白酶对此切割效率低下。通过将GaLV的胞质尾替换为4070A病毒的对应序列，得到的GaLV-TR（简称GaLV）虽有所改善，但滴度仍较低。进一步改造出的GaLV_ΔR（截短胞质尾版本）不需蛋白酶切割即可激活融合功能，使感染滴度提高5倍。然而，其强烈的融合活性会导致生产者细胞形成合胞体并死亡，无法用于稳定细胞系开发。

为解决这一矛盾，Rodrigo José Nogueira等研究人员提出创新策略：通过CRISPR-Cas9基因编辑技术敲除GaLV的细胞受体SLC20A1（一种钠依赖性磷酸盐转运蛋白），从根本上阻断GaLV_ΔR与细胞的结合，从而避免合胞体形成。该研究成功构建了293T SLC20A1基因敲除（KO）细胞系，并对其进行了系统表征。Western blot分析证实SLC20A1蛋白表达完全缺失（图1A）。虽然KO细胞生长速率和最大细胞密度有所下降（图1B），但瞬时转染生产不同假型（VSV-G、GaLV和GaLV_ΔR）LV的滴度与对照细胞无显著差异（图1C），表明SLC20A1缺失不影响LV生产能力。

最关键的是，当SLC20A1-KO细胞表达GaLV_ΔR时，完全避免了合胞体形成（图2），而对照细胞则出现大量细胞融合。通过恢复实验（在KO细胞中重新表达SLC20A1），证实了SLC20A1缺失与合胞体抗性之间的因果关系（图4）。此外，研究人员发现SLC20A2（另一种磷酸盐转运蛋白）的过表达可挽救KO细胞的生长缺陷，表明生长减缓与磷酸盐转运功能受损有关。

基于这些发现，研究团队成功建立了稳定表达GaLV_ΔR的SLC20A1-KO细胞群体。免疫荧光检测显示细胞表面有GaLV_ΔR蛋白表达，尽管密度比GaLV低20倍（图5）。通过一次性转导携带第二代LV包装系统（Gag-Pol、Rev、Tat）的载体，该细胞系支持连续4周的LV生产，最高滴度达1.1×10⁶ P.P./mL和4.2×10⁵ T.U./mL（图6A）。虽然滴度低于GaLV对照细胞，但与已报道的LentiPro26生产细胞系相当，证明了该策略的可行性。

关键技术方法

本研究采用CRISPR-Cas9基因组编辑技术（通过慢病毒载体递送sgRNA）敲除293T细胞中SLC20A1基因；通过有限稀释法筛选单克隆；利用Western blot、TIDE分析和qPCR验证基因敲除效率；采用免疫荧光和流式细胞术定量包膜糖蛋白表达；通过相位对比显微镜观察合胞体形成；使用p24抗原检测和载体拷贝数（VCN）qPCR分别定量物理颗粒（P.P.）和转导单位（T.U.）。

SLC20A1-KO的表型特征

通过生长曲线、瞬时LV生产和合胞体形成实验证实，SLC20A1-KO细胞在保持LV生产能力的同时，获得了对GaLV_ΔR诱导的细胞融合的抗性。互补实验证明SLC20A2可挽救生长缺陷，但不恢复融合活性。

稳定表达GaLV_ΔR细胞群体的建立

只有SLC20A1-KO细胞能够耐受GaLV_ΔR的稳定表达选择，成功建立持续表达群体，而野生型细胞在选择过程中死亡。

组成型稳定LV生产细胞系的开发

单次转导包装组件后，细胞可持续生产具有感染性的LV颗粒达4周，证明其适合大规模连续生产。虽然Gag-Pol表达水平随时间下降，但滴度保持稳定。

本研究通过受体敲除策略成功解决了高融合活性包膜糖蛋白的细胞毒性问题，首次实现了GaLV_ΔR在稳定细胞系中的组成型表达。虽然当前滴度仍有提升空间，但该平台为开发更高效的LV生产系统奠定了基础。特别是SLC20A2互补可改善细胞生长，为后续优化提供了方向。这种细胞工程策略不仅适用于GaLV_ΔR，也可推广至其他具有融合毒性的病毒包膜，为基因治疗载体的规模化生产开辟了新途径。