自我调节的选择性表面涂层能够将粘附的细胞限制在封闭的微流控阵列中

《Analytical Chemistry》：Self-Regulated Selective Surface Coating Enables Confinement of Adherent Cells in Closed Microfluidic Arrays

微流控技术中，采用毛细阀门和压力梯度分步控制流体，实现封闭微通道内选择性表面涂层。通过调节压力使阻断剂填充主通道并孵育吸附，随后施加大压力冲开阀门将粘附分子注入腔室。该方法在4-12 psi压力范围内稳定工作，可在20小时内维持超过80%的贴壁细胞定位精度，且无需复杂设备或昂贵试剂。研究证实了其高空间分辨率（<10μm）、可扩展至数百个腔室，并适用于细胞共培养、生物传感器等应用场景。

　　在现代生物医学研究中，细胞培养和实验分析是探索细胞行为、基因表达、信号通路以及药物筛选的重要手段。传统的细胞培养方法通常依赖于96孔板等固定格式，但随着高通量实验的需求增加，研究者开始探索更小规模、更高效的细胞培养系统，例如微流控芯片。微流控技术因其能够实现微尺度环境控制和高通量操作，逐渐成为细胞实验的首选工具。然而，微流控芯片的使用仍然面临一些技术挑战，尤其是在如何有效限制细胞在特定区域生长、防止细胞迁移以及实现高精度表面图案化方面。

针对这些挑战，研究人员提出了一种基于微流控芯片的新型表面图案化方法，旨在通过简单的操作流程和低成本的材料实现对贴附细胞的精准定位和长期稳定培养。这种方法的核心在于利用微流控通道的几何结构和毛细作用原理，结合不同压力驱动的液体输送策略，从而在封闭的微流控通道中实现对特定区域的蛋白涂层控制。这种技术的关键在于通过微流控通道设计中的“毛细阀”（capillary valves）来实现液体流动的精准控制，而无需复杂的设备或昂贵的试剂。

毛细阀是一种基于通道尺寸与液体压力之间的关系，通过物理限制来控制液体在特定位置停止流动的装置。在微流控芯片中，毛细阀的运作依赖于液体压力与通道几何结构的相互作用。当液体压力低于毛细阀的“爆破压力”（burst pressure）时，液体只能在通道中流动，而无法进入封闭的培养室。一旦压力超过该阈值，液体将通过毛细阀进入培养室。这一机制使得研究人员能够在不同的时间点分别对通道和培养室进行不同的液体输送和表面处理，从而实现对细胞生长环境的精确控制。

该方法的优势在于其操作的简便性和成本效益。传统的细胞培养实验中，为了实现细胞的定位和防止迁移，通常需要使用机械阀门、表面微图案化等技术，但这些方法往往伴随着复杂的设备需求和高昂的材料成本。而本文提出的方法仅依赖于微流控通道的几何设计和压力控制，避免了对昂贵试剂或精密仪器的依赖。此外，这种方法能够在封闭的微流控通道中完成表面涂层，从而避免了传统方法中因密封问题导致的污染和涂层损坏的风险。

为了实现这种表面图案化，研究人员设计了一种包含多个毛细阀的微流控芯片结构。该结构由一个蛇形主通道、前通道和后通道组成，前通道和后通道分别用于控制液体进入和流出培养室。通过调整这些通道的宽度和高度，可以优化毛细阀的爆破压力，使其能够在不同操作压力下稳定运行。在实验过程中，首先将阻断剂（如牛血清白蛋白BSA）注入蛇形主通道，通过低压力控制，使液体仅在通道中流动，而不进入培养室。随后，进行清洗和脱气步骤，以去除通道中的残留物质，并为后续的细胞粘附分子（如纤维连接蛋白FN）的注入做好准备。在适当的压力下，细胞粘附分子被引入培养室，并在特定区域形成稳定的涂层，从而引导细胞在该区域生长。

这种技术的另一个重要特点是其可扩展性。研究人员通过调整芯片设计，可以实现对多个培养室的同步处理，而不影响芯片的整体性能。例如，通过扩大芯片的尺寸或并联多个芯片单元，可以轻松实现大规模细胞培养实验。此外，该方法能够在封闭环境中进行操作，确保实验过程的无菌性和稳定性，这对细胞培养尤为重要。

实验结果显示，该方法在多个方面表现出色。首先，毛细阀在24小时内保持稳定，能够有效控制液体流动，防止细胞迁移。其次，表面图案化在微流控芯片中能够实现高精度的定位，确保不同区域的涂层具有良好的区分度。第三，细胞在芯片上的生长表现良好，能够在20小时内保持其贴附性，并且在不同条件下，细胞在培养室中的分布和粘附情况具有可预测性。此外，该方法对不同细胞类型均表现出良好的适应性，不仅适用于人源上皮细胞HT-1080，也适用于NIH 3T3成纤维细胞，说明其具有广泛的应用前景。

该技术的实现依赖于对微流控通道设计的深入理解以及对毛细作用机制的合理应用。通过调整通道尺寸和压力参数，研究人员能够精确控制液体在不同区域的流动和停留时间，从而实现对表面涂层的精细控制。这种控制不仅限于阻断剂和细胞粘附分子，还可以扩展到其他生物分子的图案化，例如抗体、酶或其他功能性蛋白，为生物分子检测、组织工程和器官芯片等应用提供了新的可能性。

此外，该方法在操作过程中表现出良好的可重复性和稳定性。在实验中，研究人员发现，无论是在通道还是培养室中，蛋白涂层的分布均保持一致，且在不同时间点的荧光信号强度变化较小。这表明，该方法能够有效维持表面图案的长期稳定性，为长时间的细胞实验提供了可靠的保障。同时，由于操作过程简单，无需复杂的设备或精细的对齐，使得该技术在实验室中易于推广和应用。

在实际应用中，该方法不仅可以用于细胞培养，还可以扩展到其他需要表面图案化的领域。例如，在生物分子检测中，可以通过控制表面涂层的分布，实现对特定靶标分子的高效捕获和分析。在滴定微流控系统中，表面湿性控制对于形成双乳液等复杂结构具有重要意义。因此，这种基于毛细作用和压力驱动的表面图案化方法，不仅在细胞实验中表现出色，还具有广泛的跨学科应用潜力。

综上所述，这项研究提出了一种简单、经济且高效的微流控表面图案化方法，能够有效限制贴附细胞在特定区域生长，同时保持其长期稳定性和生物活性。该方法的实现依赖于对微流控通道几何结构和毛细作用原理的合理利用，结合不同压力命令下的液体输送策略，使得表面涂层的精确控制成为可能。通过这种方式，研究人员不仅解决了传统方法中的一些技术瓶颈，还为未来细胞实验的高通量和微型化提供了新的思路和工具。随着该技术的进一步发展和优化，预计将在生物医学研究、药物筛选、组织工程以及微流控应用等多个领域发挥重要作用。