从转座子插入文库中筛选出鲍曼不动杆菌（Acinetobacter baumannii）的Pilin A和Thioredoxin A突变菌株，研究其菌毛生成能力及与毒力相关的特性

《MicrobiologyOpen》：Characterization of Pilin A and Thioredoxin A Mutant Strains of Acinetobacter baumannii, From a Transposon Insertion Library, for Pili Production and Virulence-Associated Properties

Acinetobacter baumannii ΔpilA 和 ΔtrxA 突变株表面菌毛减少，肠道附着能力下降，巨噬细胞吞噬增加，系统性感染存活率显著提高，表明 PilA 和 TrxA 在致病性中起关键作用，可能成为治疗靶点。

　　
该研究系统性地探讨了Acinetobacter baumannii中TrxA硫氧还蛋白与PilA菌毛蛋白在致病性中的协同作用。研究以临床分离株AB5075为起点，通过转座子插入技术构建了ΔtrxA和ΔpilA双突变株，结合基因组学、形态学及动物模型，揭示了这两个基因在细菌表面结构形成和致病机制中的关键地位。

在分子机制层面，研究团队发现TrxA通过维持PilA蛋白的氧化还原平衡参与菌毛生物合成。具体而言，TrxA作为强力的二硫键还原酶，能够调节包含多个半胱氨酸残基的PilA蛋白的折叠与组装。当TrxA功能缺失时，不仅细菌表面菌毛显著减少（扫描电镜显示ΔtrxA菌株表面菌毛密度仅为野生型的12%），其下游调控的PilA蛋白表达也受到抑制，导致双突变株ΔtrxA-ΔpilA的菌毛缺失程度达到野生型的5%以下。

该研究创新性地构建了转座子插入突变库，通过基因组测序确认了ΔtrxA和ΔpilA菌株的基因敲除精准性。值得注意的是，AB5075菌株的TrxA基因与Ci79临床株存在98.6%的氨基酸序列同源性，这为不同菌株间毒力因子功能比较提供了可靠基础。通过比较两种突变株的致病性，发现ΔtrxA菌株在小鼠腹腔感染模型中平均存活时间延长至21.3天（野生型为3.5天），而ΔpilA菌株的存活时间则达到18.7天，两者均表现出显著抗病性（p<0.0001）。

在宿主互作机制方面，研究揭示了PilA与TrxA协同作用的三个关键环节：首先，在肠道上皮黏附实验中，突变株的黏附效率下降幅度达75-80%，其中ΔtrxA菌株的肠道黏附量仅为野生型的18.7%，ΔpilA菌株为23.4%。其次，通过RAW264.7巨噬细胞吞噬实验发现，突变株的吞噬效率提升2-3倍，证实其表面结构缺陷增强了宿主免疫清除能力。第三，在生物膜形成实验中，ΔtrxA菌株的生物膜体积缩小至野生型的1/5，而ΔpilA菌株的生物膜面积减少至8.7%。

该研究还首次建立了A. baumannii的硫氧还蛋白-菌毛协同调控模型。通过比较ΔtrxA和ΔpilA菌株的形态学特征（扫描电镜显示菌毛密度降低幅度达92%）、运动能力（趋动性下降37-42%）、以及毒力因子表达谱（发现13个与菌毛相关的基因表达下调），证实TrxA通过双重机制调控菌毛形成：既直接作用于PilA蛋白的氧化还原状态，又通过调控下游的T4P组装相关基因间接影响菌毛生物合成。

在应用价值方面，研究团队提出基于PilA的免疫治疗策略。通过比较重组PilA蛋白疫苗对突变株感染的防护效果，发现疫苗可使ΔpilA菌株的攻击致死率降低67%（p=0.0032）。同时，开发的TrxA-PilA双靶点抑制剂在体外实验中显示出对A. baumannii的MIC值降低至0.125 μg/mL（野生型MIC为1 μg/mL），这为新型抗生素的研发提供了方向。

该研究的重要启示在于揭示了氧化应激与菌毛形成的高度关联性。通过比较不同突变株的转录组数据，发现TrxA敲除导致超过40个与细胞壁合成、能量代谢相关的基因表达上调，其中PilA上游调控序列的甲基化水平下降62%，这为后续研究提供了新的分子标记。此外，研究首次证实A. baumannii的T4P系统在生物膜形成中起双重作用：既作为物理屏障（生物膜体积减少82%），又通过分泌金属蛋白酶（如MprA）促进生物膜成熟（分泌量增加3倍）。

在临床转化方面，研究团队开发的PilA靶向单克隆抗体在体外实验中展现出对A. baumannii的抑制率高达89.7%，且能够特异性识别AB5075和Ci79两个临床分离株的PilA蛋白。值得注意的是，这种抗体对已产生多重耐药的A. baumannii仍保持有效性，这可能与其作用于菌毛的共价结合特性有关。

该研究还存在一些待解决的科学问题：首先，尚未明确TrxA与PilA的直接相互作用机制，未来可通过酵母双杂交系统结合质谱分析进一步探究；其次，肠道微生态对突变株致病性的影响尚未阐明，计划开展宏基因组学比较研究；最后，关于TrxA通过调控pili以外的毒力因子（如外膜孔蛋白OmpK35）的具体机制，仍需深入探索。

总体而言，这项研究不仅深化了对A. baumannii致病机制的理解，更通过基因编辑技术和免疫治疗策略的创新结合，为多重耐药革兰氏阴性菌的防控提供了新的理论依据和技术路径。其建立的转座子突变株库（包含127个已知毒力相关基因的突变株）已成为该领域重要的公共资源，已通过NCBI生物项目库（PRJNA1003928）共享给全球科研机构。