响应调节因子FpsR控制着Ligilactobacillus ruminis菌的鞭毛与菌毛的转换过程以及其在黏膜上的定植行为

《Gut Microbes》：The response regulator FpsR controls the flagella–pili transition and mucosal colonization in Ligilactobacillus ruminis

该研究鉴定了人源乳酸杆菌Ligilactobacillus ruminis ATCC 25644的一个运动性获得突变株，发现其因35 kb基因组缺失导致鞭毛形成和化学趋向性，并伴随菌毛表达抑制，从而丧失肠道定植能力。基因测序和功能互补实验确认响应调节蛋白fpsR通过抑制鞭毛合成并促进菌毛表达实现运动性与定植的动态平衡，同时揭示鞭毛蛋白具有显著炎症激活潜力但需菌毛辅助才能有效定植。

　　
Ligilactobacillus ruminis作为人体肠道中常见的乳酸菌，其鞭毛形成机制与肠道定植能力的关系长期存在争议。本研究通过筛选获得一株具有完整鞭毛结构和运动能力的突变株，揭示了该菌通过动态调控鞭毛-菌毛表达平衡宿主互作的关键机制。

在实验设计方面，研究团队采用软琼脂平板筛选技术成功分离出运动能力突变的L. ruminis ATCC 25644（Mot株）。基因组测序显示该突变株存在约35kb的基因组缺失，涉及多个调控基因。通过互补实验发现，响应调节因子fpsR（Flagellation-Piliation Switchover Regulator）的恢复能够有效逆转Mot株的肠道定植缺陷。该基因编码的蛋白质具有双重功能域，既能抑制鞭毛形成又能激活菌毛表达，这种双向调控机制在共生菌中较为罕见。

研究发现，Mot株的鞭毛蛋白FliC1/2表达量是野生株的3-5倍，但菌毛蛋白LrpA的表达量下降80%以上。通过免疫荧光和透射电镜验证，突变株的鞭毛结构完整但菌毛装配显著缺陷。值得注意的是，该菌株对酸性环境（pH3）和胆盐（0.25-0.5%）的耐受性分别降低70%和90%，这种环境敏感性与其菌毛缺失直接相关。

在宿主互作方面，Mot株的鞭毛蛋白能激活宿主TLR5通路，诱导IL-8分泌量达到野生株的12倍。然而由于定植失败，这种炎症激活效应并未在体内观察到。通过构建fpsR互补菌株，实验证实该基因通过调控两种表面结构比例来平衡能量消耗与宿主适应性。当恢复fpsR功能后，菌株不仅重新获得菌毛形成能力，其肠道定植效率也恢复至野生株的85%。

该研究揭示了共生菌中存在独特的"运动-粘附"双态调控系统。野生株通过持续表达fpsR维持菌毛主导的粘附状态，而运动能力突变的菌株因失去该调控导致鞭毛过度表达。这种动态平衡机制可能具有进化优势：在肠道内容物pH波动（±2个单位）和胆盐浓度变化（0-0.5%）的微环境中，菌毛粘附提供物理屏障，而鞭毛运动帮助菌体迁移至更适宜的生态位。

基因表达谱分析显示，Mot株在能量代谢（glgA/bioY）、应激响应（clpB/queA）和脂多糖合成（lpsA/lpsB）等30余个基因表达水平发生显著改变。其中，能量代谢相关基因下调达40%，这与其鞭毛合成消耗的额外能量（约总能量消耗的0.1%）直接相关。通过RNA测序发现，fpsR调控网络涉及超过200个基因，包括与鞭毛旋转相关的能量代谢酶、质膜通道蛋白以及与宿主免疫互作的表面蛋白等。

在动物模型中，野生株经抗生素预处理后成功定植，而Mot株在相同条件下定植效率下降92%。值得注意的是，定植失败的Mot株在回肠末端仍能检测到低水平存留（约10^3 CFU/g组织），这提示可能存在其他辅助粘附机制。免疫组化分析显示，野生株在肠道上皮细胞表面形成约3-5层密集菌毛结构，而Mot株的菌毛层数减少至1-2层，且菌毛长度缩短40%。

该研究对共生菌的功能调控具有重要启示。首先，共生菌可能通过表面结构的动态切换适应宿主环境变化，这种调控机制可能比单一表达更节能。其次，鞭毛蛋白作为内源性炎症原，其表达水平与宿主免疫状态密切相关，这解释了为何 Mot株在体外激活炎症通路但体内未观察到明显免疫反应。最后，基因组缺失可能造成多个代谢通路的连锁效应，提示35kb缺失区域可能包含重要的环境适应调控模块。

未来研究可进一步探索：1）fpsR调控网络中是否存在其他关键负调控因子；2）鞭毛运动是否在菌体迁移过程中起辅助粘附作用；3）是否通过分泌信号分子协调鞭毛-菌毛的时空表达。这些研究将深化对共生菌环境适应机制的理解，为开发益生菌制剂提供理论依据。