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本文聚焦跨上皮 / 内皮电阻（TEER）在器官芯片（OOC）中的应用。阐述了 TEER 测量屏障组织完整性的原理，介绍其在多种器官芯片中的测量方法及应用成果，分析面临的局限，指出未来需标准化以助力药物研发和疾病研究。
跨上皮 / 内皮电阻（TEER）作为功能测量指标
屏障组织（如肺、血脑屏障（BBB）、胃肠道（GI）、肾脏、睾丸和皮肤等）由内皮细胞和上皮细胞等构成，细胞间通过紧密连接等调控小分子运输。跨上皮 / 内皮电阻（TEER）是一种非侵入性且实时的测量方法，可用于监测体外不同组织类型的疾病状态和生理稳态。
TEER 测量原理是基于欧姆定律，通过在培养细胞层两侧的电极间施加交流电，测量电阻并乘以膜表面积得到 TEER 值（Ωcm2），同时需用空白膜（无细胞）的 TEER 值进行归一化处理。电阻越大，TEER 值越高，表明屏障越完整。此外，还可使用多频交流阻抗测量，如电细胞 - 基质阻抗传感（ECIS）技术，能获取更多关于细胞层的信息。
传统静态系统中 TEER 测量使用筷子电极，但电极放置、培养基温度和细胞特性等因素会导致测量结果存在差异。在体外实验中，TEER 常与通透性测定（使用示踪剂或荧光标记）和免疫细胞化学（ICC）等方法结合，以更全面地评估屏障完整性，但通透性测定因示踪剂与细胞的潜在相互作用和时间限制，难以进行连续测量。而 TEER 在评估细胞用于屏障完整性研究的质量和活力方面具有优势，在药物吸收研究和疾病建模中也发挥着重要作用。不过，目前不同机构尚未建立统一的标准 TEER 值，相关补充实验可更全面地反映细胞功能。
TEER 集成到器官芯片（OOC）装置中
基于人体的微生理系统（MPS）用于体外疾病研究和药物发现，其中针对特定器官的 MPS 即器官芯片（OOC）。与传统静态临床前模型相比，OOC 能更准确地模拟天然组织结构和功能。然而，在 OOC 中测量 TEER 面临挑战，传统测量方法难以直接应用。
为此，人们开发了多种不同的电极用于 OOC 中 TEER 测量。例如，将线电极或微电极阵列（MEAs）插入 MPS 微通道的膜上下，以监测细胞完整性。选择电极材料时，需考虑其惰性和生物相容性，铂、金和 Ag/AgCl 电极较为常用，其中 Ag/AgCl 电极虽具有低界面阻抗优势，但可能存在细胞毒性，不适合长期监测；铟锡氧化物（ITO）因透明且导电性高，可作为替代材料。
TEER 测量可采用两探针或四探针方法。两探针方法简单且成本效益高，但对低电阻表面灵敏度较低，接触电阻可能影响测量结果；四探针方法通过分离电压测量和电流通过电极，可降低接触和扩展电阻，提高测量准确性，更适用于低电阻值测量。此外，还有更复杂的测量方法，如在玻璃上印制电极和使用柔性印刷电路板（PCBs），它们能实现更均匀的电流分布，提高测量准确性和可重复性，但制作成本较高，且 PCBs 的背衬材料可能对细胞培养有毒性。
不同类型细胞构建的器官系统，其平均 TEER 值可能不同。例如，血脑屏障芯片模型的 TEER 值较高，可达 1000 - 6000 Ωcm2，而睾丸芯片的 TEER 值较低，在 10 - 60 Ωcm2 范围内。
肠道和肾脏芯片中的 TEER 测量
在药物研发中，肠道的吸收和肾脏的排泄功能至关重要。基于 Caco - 2 细胞的肠道模型是标准模型，其 TEER 值至少为 200 Ωcm2 。近年来，肠道类器官培养因其生理相关性受到关注，但类器官的封闭三维结构给 TEER 测量带来困难，需将其机械和酶解成二维单层培养才能进行测量。使用透明 ITO 电极和透明聚酯（PET）膜构建肠道屏障，可实现对细胞构建体的可视化和功能追踪，但微气泡形成仍是许多器官芯片系统面临的问题。
肾脏细胞系具有批次间差异小的优势，培养 14 天后 TEER 值接近 120 - 140 Ωcm2 ，高于原代近端小管（PT）细胞。在基于 TEER 的毒性测试中，使用原代细胞复制 PT 上皮渗漏性的模型是较好选择。在共培养和单培养条件下，人原代肾近端小管上皮细胞（hRPTEC）在聚碳酸酯轨迹蚀刻（PCTE）膜上形成的渗透屏障 TEER 值为 5 - 10 Ωcm2 ，与无膜微流体平台中原代 RPTEC 培养的平均 TEER 值 6.4 Ωcm2 相近，但两种培养条件下紧密连接的形成因蛋白质组成和细胞 - 底物粘附的不同而有所差异。
血脑屏障芯片中的 TEER 测量
已有研究利用阻抗光谱和基于欧姆定律的测量方法，对微流体装置中的血脑屏障模型进行研究。使用诱导多能干细胞（iPSC）衍生的脑微血管内皮细胞（BMEC）构建的体外血脑屏障模型，在分化过程中使用视黄酸时，TEER 值可高于 2000 Ωcm2 。研究人员开发了多种微流体装置用于血脑屏障模拟，如使用微电极 TEER 阵列提供更均匀电场分布的装置，以及在玻璃片上集成金 TEER 电极的装置。对于血脑屏障模型，培养插入物的大小、电极类型以及测量仪器的选择都会对 TEER 测量结果产生显著影响。
气液界面处的 TEER 测量
肺、皮肤和一些肠道芯片模型依赖气液界面（ALI）促进上皮细胞分化和成熟，但这给依赖液 - 液界面进行电流传输的 TEER 测量带来挑战。向暴露于空气的腔室中临时添加温暖的磷酸盐缓冲液（PBS）等流体，可解决这一问题，同时还能清除肺构建体中积累的碎片或多余黏液，避免缺氧风险。
肺芯片中的 TEER 测量
肺芯片模型种类多样，包括小气道、支气管或气管模型。有研究通过监测毛细血管和血管 - 肺泡屏障的压力变化来评估紧密屏障连接，但该过程仅在大鼠细胞实验中实现，且在实验初期电阻变化不稳定。还有研究开发了集成可拆卸电极阵列的培养板，可同时测量多个通道，减少温度和时间因素的影响；也有研究使用印刷在玻璃片上的高导电性金电极进行测量，结果与使用 ITO 电极的测量结果相当。
皮肤芯片中的 TEER 测量
皮肤芯片装置常用于化妆品和药理学研究，以及皮肤损伤后的功能修复研究。由于缺乏从 iPSCs 获取所有皮肤细胞的可靠方法，基于人源角质形成细胞的重建人表皮（RhEm）模型因可重复性好和结构简单而被广泛应用。通过 TEER 追踪全层皮肤模型（FTSm）/ 重建人表皮（RHEm）作为功能性屏障在培养过程中的发育，发现随着分化，TEER 值升高，反映了角质层和关键细胞层紧密连接的形成。RhEm 的 TEER 值在分化过程中从低于 0.2 kΩ cm2 显著增加到 9.3 ± 1.1 kΩ cm2 ，FTSm 的 TEER 值增加到 1.1 ± 0.2 kΩ cm2 ，这些值与一些已验证的体外皮肤模型相当。
睾丸芯片中的 TEER 测量
体外使用分离的睾丸细胞培养形成类器官进行精子发生研究，虽能模拟部分体内环境，但目前尚无模型能完全复制睾丸的结构和功能并可靠地产生成熟、有活力的精子。在血睾屏障（BTB）研究中，人端粒酶逆转录酶永生化的人支持细胞（hT - SerC）在 Transwell 插入物上形成紧密连接，培养 8 天后 TEER 峰值约为 10 Ω?cm2 。然而，相对较低的 TEER 值表明这些支持细胞在培养中的屏障功能不能代表体内血睾屏障，可能是由于支持细胞在培养中的物理特性，如成纤维细胞样形态和形状不均匀，阻碍了紧密连接的有效形成。
TEER 的局限性
TEER 在评估屏障通透性方面具有重要价值，但存在一定局限性。当电场不均匀时，细胞产生的电阻会因电流强度和细胞分布不同而变化。TEER 测量高度依赖频率，不同的测量频率（如 EVOM 检测装置中的 12.5Hz）需根据具体应用场景选择。此外，温度、膜性质、测量技术、剪切应力、所用细胞系和表面面积等因素也会影响 TEER 测量结果。在 MPS 中，基于线电极的测量虽易于集成，但会产生不均匀电场，尤其是在较大的膜上；微电极阵列或 PCBs 可解决这一问题。不同 MPS 平台使用的定制 TEER 测量工具对相似培养物的测量值不同，这使得为不同器官系统标准化 TEER 变得困难。由于 MPS 的新颖性，其设备规格和设计差异很大，因此需要相关机构和组织制定标准，以促进 MPS 在药物发现过程中替代动物实验的应用。
结论
TEER 测量系统从传统的筷子电极法发展到用于 MPS 的定制柔性 PCBs 或印刷电极系统。两探针和四探针方法虽易于集成，但存在电场不均匀的问题，而柔性 PCB 和印刷电极设计可提供更均匀的电场。随着屏障研究的不断深入，TEER 测量方法将不断改进和完善，以实现更可靠、标准化的屏障完整性评估。当最有效的方法开发出来后，监管机构可对这些方法和不同平台的结果进行评估，建立标准操作规范。基于器官的标准化系统底物将减少测量的可变性，使 TEER 成为更可靠的定量测量指标。
