单细胞阻抗流式技术揭示等离子体活化水对大肠杆菌的多层细胞结构影响机制

本研究创新性地应用单细胞阻抗流式技术(IFC)解析等离子体活化水(PAW)对大肠杆菌(E. coli)的抗菌机制。通过建立三壳层介电模型，首次发现PAW会同步改变外膜、周质和细胞质的电导率特性，证实其杀菌途径涉及多层细胞结构的协同作用。该研究为低温等离子体生物医学应用提供了高效、无标记的新型检测手段。

　　

在生物医学领域，低温等离子体(LTP)因其卓越的抗菌性能已成为新型灭菌技术的重要选择。然而，尽管大量研究证实了LTP对多种细菌的灭活效果，其作用机制仍被学界认为存在认知局限。传统观点认为等离子体产生的活性氧氮物种(RONS)是杀菌关键因素，但由于LTP在常压条件下能产生种类繁多的活性成分，使得精确解析其作用机制变得异常复杂。这种机制不明确性严重制约了等离子体在伤口愈合、肿瘤治疗等医疗场景的精准应用。

瑞士洛桑联邦理工学院(EPFL)的研究团队Brayden Myers等人独辟蹊径，通过将单细胞阻抗流式技术(IFC)与等离子体活化水(PAW)相结合，首次实现了对PAW处理大肠杆菌后亚细胞层级介电特性的精准解析。研究发现PAW会同时改变细菌外膜、周质和细胞质的电导率，证实其灭活途径涉及多层细胞结构的协同损伤。这项突破性成果发表于《Scientific Reports》，为揭示等离子体生物作用机制提供了全新研究范式。

研究团队采用三项关键技术：1) 基于微流控芯片的单细胞阻抗流式技术，在0.5-20 MHz频率范围内检测单个细菌的介电谱；2) 建立三壳层介电模型(包含外膜、周质、内膜和细胞质)，通过遗传算法拟合实验数据；3) 使用循环水冷式PAW反应器制备具有不同RONS浓度的活化水。实验选用大肠杆菌K-12菌株MG1655作为模式生物，通过固定相细胞校准仪器信号，确保测量准确性。

【Measurement principle】部分揭示了IFC技术的核心原理。当细胞通过微流控通道时，电极会记录由细胞介电特性引起的差分电流(?_diff)。通过Maxwell混合理论建立的Clausius-Mossotti因子(?f_cell)，将信号与细胞各层介电参数相关联。研究特别指出在5 MHz以上频率时，测量可敏感反映内膜和细胞质的变化。

【Three-shell model】部分详细介绍了用于解析亚细胞参数的介电模型。该模型将大肠杆菌抽象为四个椭球层(外膜、周质、内膜和细胞质)，通过式(8)的Clausius-Mossotti因子描述各层对整体介电响应的贡献。研究创新性地采用遗传算法解决参数拟合中的简并问题，通过Sobol敏感性分析确定外膜电导率(κ_om)等五个关键参数。

【Instrument calibration】部分展示了独特的校准策略。不同于常规的聚苯乙烯微球校准，研究采用固定相大肠杆菌作为参照，通过式(10)建立实验数据与模型参数的桥梁。这种自洽方法将体积分数(φ_cell)的测量误差控制在3%以内，为后续分析奠定基础。

【Results and discussion】部分呈现了四项重要发现：

1. 阻抗信号振幅下降表明PAW导致细菌体积缩小，500 kHz信号显示指数期细胞体积是固定相的2.15倍；
2. 相位角偏移与PAW处理强度正相关，20 MHz时PAW30处理组相位偏移达30°；
3. 介电谱显示ε_mix和κ_mix呈现反向偏移趋势，排除体积变化的干扰；
4. 亚细胞参数分析显示外膜电导率下降50%(提示孔蛋白收缩)，周质电导率升高而细胞质电导率降低(表明K⁺泄漏)。

研究结论部分强调，PAW对大肠杆菌的灭活涉及多层细胞结构的协同损伤：低pH环境导致外膜孔蛋白收缩(κ_om降低)；内膜通透性增加引发K⁺泄漏(κ_cp下降与κ_pp升高)；而外膜介电常数(ε_om)稳定则证实细胞未发生裂解。这些发现颠覆了传统认为等离子体杀菌仅作用于单一细胞层的认知，为优化等离子体医疗应用提供了分子层面的理论依据。

该研究的创新价值主要体现在三个方面：首先，单细胞IFC技术实现了分钟级检测，可快速评估处理强度与细胞状态；其次，无标记特性使其适用于各类细胞分析，包括真核细胞和花粉；最后，该方法能区分亚群细胞响应，这对研究等离子体处理中的异质性效应至关重要。正如作者指出，未来通过建立介电参数变化与特定生化途径的对应关系，该技术有望成为等离子体医学研究的标准检测手段。