利用气液界面培养的人iPSCs构建具有极性的肠上皮功能模型及其在药物应答和细胞外囊泡分泌研究中的应用

本研究针对传统肠类器官培养无法直接接触顶膜侧的问题，创新性地建立了人诱导多能干细胞（iPSCs）气液界面（ALI）培养体系，成功生成具有极性的肠上皮单层。通过免疫组化、跨上皮电阻（TEER）和细胞外囊泡（EV）分析，证实该系统可模拟药物（如吲哚美辛）的极性应答差异，并首次揭示顶/基底侧EV的miRNA谱特征，为肠道生理、疾病建模及个性化医疗提供了新平台。

　　

肠道作为人体消化吸收的核心器官，其上皮层的复杂功能一直难以在体外完全模拟。尽管肠类器官技术取得了突破，但封闭的三维结构限制了顶膜的可及性，使药物测试和极性分泌研究成为难题。传统培养模型无法再现肠上皮的天然不对称特性——顶膜面向肠腔处理营养物质和微生物，基底膜则负责与免疫系统和血管沟通。这种极性特征对理解药物吸收、炎症反应和细胞间通讯至关重要。

为解决这一瓶颈，来自东京大学的研究团队在《Biochemical and Biophysical Research Communications》发表论文，开发了一种基于人诱导多能干细胞（iPSCs）的气液界面（ALI）培养系统。该研究通过阶梯式分化策略，将iPSCs依次诱导为定形内胚层、中后肠细胞和肠道干细胞，最终在Transwell膜上形成具有功能极性的肠上皮单层。关键技术包括：1）多阶段生长因子调控分化（Activin A、CHIR99021等）；2）跨上皮电阻（TEER）监测屏障功能；3）顶/基底侧分别收集EV进行纳米颗粒追踪和miRNA芯片分析；4）使用健康供体和克罗恩病患者来源的iPSCs进行对比建模。

ALI培养系统的建立

研究团队优化了分化方案，延长二维培养至25天以促进肠道干细胞成熟。ALI培养启动后，上皮细胞高度逐渐增加，形成含有吸收性肠细胞、杯状细胞、潘氏细胞等多种分化细胞的单层。免疫荧光显示ZO-1紧密连接蛋白的典型膜定位，TEER值随时间升高，证实屏障功能完善。与类器官相比，ALI培养的细胞表现出更高的MUC2（黏蛋白2）和CHGA（嗜铬粒蛋白A）表达，提示更强的分泌细胞分化能力。

极性依赖的药物应答

通过吲哚美辛处理揭示极性差异：基底侧给药导致更显著的黏膜损伤，CC3（凋亡标记物）阳性细胞增加3倍，TEER值下降更剧烈。炎症基因分析显示，基底侧暴露特异性上调TLR4/NFκB通路基因，而顶膜处理影响较小，模拟了NSAIDs在体内引发的肠炎机制。

EV的极性分泌特征

免疫组化发现CD63（外泌体标记）主要定位于顶膜侧，而CD9偏向基底侧。纳米颗粒追踪显示顶膜EV数量更多，但粒径无差异。miRNA测序发现顶膜EV富含肠上皮相关miRNA（如miR-21-5p），基底侧则富集间质细胞相关miRNA（如miR-143-3p）。TAM 2.0分析证实这种分布与生理功能匹配——顶膜EV可能参与肠腔信号传递，基底侧EV则调控基质通讯。

这项研究的意义在于：1）首次系统比较ALI培养与类器官的极性功能差异；2）建立可模拟药物极性应答的个性化模型，尤其适用于克罗恩病等肠病机制研究；3）揭示EV极性分泌的分子基础，为疾病生物标志物开发提供新思路。未来通过整合肠道微生物共培养或流动灌注系统，该平台有望进一步逼近体内微环境，推动转化医学研究。