钠氢交换异构体6（NHE6）通过调控胰岛素信号通路与脂肪积累在代谢稳态中的关键作用

本研究发现Christianson综合征相关蛋白NHE6（SLC9A6）通过调控内体pH稳态，影响胰岛素信号通路关键组分（如GLUT4、IR-β）的膜转运和蛋白稳定性，从而调节脂肪积累和葡萄糖代谢。该研究为理解代谢疾病（如肥胖、胰岛素抵抗）提供了新的分子机制视角。

　　

Abstract

Christianson综合征是由NHE6（人类基因名SLC9A6）突变引起的罕见X连锁神经障碍，其特征包括智力障碍、自闭症和共济失调。NHE6是一种Na⁺/H⁺交换体，在多种组织中调节内体膜的pH和离子平衡，但其在非神经元系统中的功能尚未充分研究。CS患者常见的共病是低体重，体重指数处于3-5百分位范围。本研究使用Nhe6^KO小鼠模型证明NHE6在脂肪积累和葡萄糖稳态中的作用。在普通饮食和高脂饮食条件下，Nhe6^KO小鼠均表现出较低的体重和脂肪组织脂肪积累减少。相反，高脂饮食下Nhe6^KO小鼠肝脏中糖原积累显著增加。在3T3L1脂肪细胞中敲低NHE6导致脂滴变小，表明其在脂肪积累中具有细胞自主作用。NHE6敲低脂肪细胞还表现出胰岛素响应性脂肪酸、葡萄糖和铁/转铁蛋白摄取的失调，以及相应转运蛋白的细胞表面易位异常。此外，研究观察到胰岛素信号通路关键组分的选择性下调，可通过Na⁺/H⁺交换体模拟物莫能菌素或V-ATP酶抑制剂巴弗洛霉素恢复，表明pH失调是潜在缺陷。这些发现确立NHE6作为能量代谢的新调节因子，对CS患者具有重要启示。

Key points

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  NHE6是一种内体Na⁺/H⁺交换体，在Christianson综合征中发生突变

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  Nhe6缺失小鼠比对照动物积累更少脂肪且体重更轻

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  在脂肪细胞中，NHE6敲低减少胰岛素刺激的脂肪酸和葡萄糖摄取

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  NHE6对胰岛素信号通路的多个组分发挥蛋白稳态控制作用

Introduction

内体pH由质子泵（V-ATP酶）和质子泄漏途径之间的平衡设定。质子"泄漏"的主要来源来自内体Na⁺/H⁺交换体（eNHE）的活性，它们代表电中性Na⁺/H⁺交换体超家族中一个独特且进化古老的亚型。在哺乳动物中，有两种eNHE异构体：NHE6和NHE9，分布在内体和循环内体膜上，通过用阳离子替换腔内质子来调节内体pH。我们和其他研究者已经证明，eNHE活性的获得或丧失分别导致腔内pH碱性化或酸性化，对脑肿瘤生长、神经发育和神经退行性变产生显著广泛影响。

尽管分布广泛，NHE6在非神经系统中的生理作用研究不足。CS患者常见的共病是低体重，可能是由脂肪和其他组织中葡萄糖和脂肪代谢缺陷，或与胰岛素相关的合成代谢反应受损引起。我们注意到，在所有检查的生物体和模型系统中，饥饿都会上调eNHE表达，尽管这一观察的功能意义尚不清楚。我们证明NHE6是转录因子cAMP反应元件结合蛋白（CREB）的靶标，CREB是低营养条件下细胞反应的已知调节因子，并且靶向CREB通路的药理学和表观遗传调节剂可以增加NHE6表达。这些观察表明，响应营养状态的内体pH调节变化可能对代谢适应很重要。然而，这一联系尚未在动物模型中直接研究，潜在的因果机制未知。

肥胖和代谢紊乱已成为影响约40%美国人口的严重公共卫生问题。脂肪组织作为激素响应性脂肪库和葡萄糖稳态调节器，在能量代谢中处于核心地位。响应胰岛素，脂肪细胞迅速动员储存囊泡，将营养转运蛋白和受体递送至质膜，以清除餐后血糖，促进脂肪储存，并导入Fe³⁺用于线粒体呼吸。囊泡分选、蛋白稳态控制和线粒体功能的关键步骤发生在这些囊泡腔内，pH稳态在其中起关键作用。然而，调节腔内离子的因素尚未确定，也未进行机制探索。我们首次获得了令人信服的新数据，将NHE6与脂肪细胞中的脂质和葡萄糖代谢联系起来，这可能带来对胰岛素抵抗和肥胖更好理解和管理。我们使用小鼠模型和脂肪细胞培养证明，敲除或敲低NHE6通过选择性改变脂肪酸和葡萄糖转运蛋白的表面表达，减少胰岛素响应性脂肪积累和葡萄糖摄取。

Methods

所有动物程序均经约翰霍普金斯大学医学院机构动物护理和使用委员会（IACUC）批准，并根据机构和国家级法规进行。所有方案遵守ARRIVE动物研究报告指南。作者确认本工作符合《生理学杂志》的伦理清单。

使用靶向破坏Slc9a6（编码Nhe6）的小鼠（杰克逊实验室库存号005843，品系名B6.129P2-Slc9a65tm1Dgen）。繁殖和基因分型如前所述。由于CS是X连锁障碍，雄性小鼠用于代谢研究以模拟患者。根据研究设计，小鼠饲喂标准啮齿动物饲料（2018；Teklad）或高脂饮食（D12492；60%千卡来自脂肪；Research Diets）。对于代谢耐受测试，小鼠根据既定机构标准操作程序进行短期禁食。在涉及间接量热或家庭笼监测的研究中，在喂食和禁食条件下评估小鼠，包括长达24小时的食物剥夺。

使用定量磁共振系统（EchoMRI-100；Echo Medical Systems）进行身体成分测量，评估总脂肪量、瘦体重和总身体水分含量。

将野生型（WT）和Slc9a6敲除（Nhe6^KO）雄性小鼠转移到约翰霍普金斯大学医学院代谢核心设施进行IACUC批准的研究。使用开放流动间接量热系统（综合实验室动物监测系统，CLAMS；Columbus Instruments）评估体重、食物摄入、体力活动和全身代谢参数。数据连续收集6天。最初3天作为代谢舱适应期，确认体重、食物摄入和昼夜代谢节律稳定。分析使用所有6天的数据，包括24小时自由进食期、24小时禁食期和随后24小时再进食期。每24分钟记录一次耗氧率（V?_O2；mL kg^?1 h^?1）和二氧化碳产生率（V?_CO2；mL kg^?1 h^?1）。呼吸交换比（RER）计算为V?_CO2/V?_O2，使用CLAMS版本5.66估算碳水化合物（RER～1.0）和脂肪（RER～0.7）氧化的相对贡献，未校正蛋白质氧化。能量消耗计算为EE = V?_O2 × [3.815 + (1.232 × RER)]，并归一化至通过定量磁共振测量的瘦体重。通过计数代谢舱内x轴和y轴的红外光束中断来量化走动体力活动。

进行葡萄糖耐量测试（GTT）评估全身葡萄糖处理。小鼠在昼夜周期光期禁食6小时，可自由饮水。使用新鲜垫料（Alpha-Dri或Diamond-Dri；Shepherd Specialty Papers）最小化禁食期间应激。禁食结束时测量基线（禁食）血糖水平。将d-(+)-葡萄糖（Sigma-Aldrich）重构于0.9%无菌盐水（NaCl，9 g L^?1）中制备无菌葡萄糖溶液，并通过0.22 μm注射器过滤器过滤。小鼠腹腔注射葡萄糖，剂量1 mg g^?1体重（5 μL g^?1体重）。使用手持血糖仪（NovaMax Plus）在基线和注射后15、30、60、120和180分钟测量血糖。通过尾尖采样获取小血样。用无菌手术剪刀在70%乙醇清洁部位后剪掉尾部远端0.5–1.0 mm。每个时间点，从同一尾部位置轻轻挤出一滴血直接应用于血糖试纸。重新采样不需要重复剪切，因为伤口通常在时间点间保持开放，最小化重复损伤。

棕色脂肪组织（BAT）、腹股沟（皮下）白色脂肪组织（iWAT）、性腺（内脏）白色脂肪组织（gWAT）和肝脏解剖并在10%中性缓冲福尔马林中固定。石蜡包埋、组织切片和染色由约翰霍普金斯大学医学院病理核心设施进行。使用苏木精和伊红（H&E）染色评估组织结构和脂肪细胞形态。使用高碘酸-希夫（PAS）染色可视化肝细胞中的糖原和碳水化合物丰富结构。使用带有淀粉酶消化的PAS（PASD）染色通过应用PAS前去除糖原来区分糖原特异性染色。使用Keyence BZ-X700全合一荧光显微镜（Keyence Corp.）获取图像。使用ImageJ（NIH）在gWAT和iWAT中量化脂肪细胞横截面积，在肝组织中评估脂滴面积。对于每个组织切片，每只小鼠在40倍放大下的单个代表性视场中分析所有脂肪细胞或肝细胞。

维持3T3-L1成纤维细胞（来自G. William Wong博士实验室馈赠）在含有10%牛犊血清（Sigma-Aldrich）的Dulbecco改良Eagle培养基（DMEM）（Thermo Fisher Scientific）中。细胞始终维持30%汇合度。使用先前描述的方案改编方法将成纤维细胞分化为脂肪细胞。含有稳定表达myc-GLUT4-mCherry的3T3-L1成纤维细胞如上维持和分化。成熟3T3-L1脂肪细胞维持在含有10%胎牛血清（Sigma Aldrich）的DMEM中直至用于实验。

使用RNeasy Mini Kit（Qiagen）按照制造商说明提取总RNA。将1 μg RNA使用High-Capacity RNA to cDNA kit（Applied Biosystems）转换为cDNA。对于qRT-PCR，将50 ng cDNA加入预混液（Thermo Fisher Scientific）和探针Slc9a6（Mm00555445_m1）、Slc2a4（Mm00436615_m1）、Adipoq（Mm00456425_m1）、Plin1（Mm00558672_m1）、Plin2（Mm004757_m1）、Slc9a9（Mm00626012_m1）、Gapdh（Mm99999915_g1）、Insr（Mm01211875_m1）和Slc2a1（Mm00441480_m1）。

使用Lipofectamine 3000（Invitrogen）将FuGW中的NHE6-GFP和短发夹RNA（shRNA）构建体转染到HEK293-FT细胞中，使用pCMV-Δ8.9和PMDG以9:8:1的比例包装成病毒。NHE6 shRNA序列（5′-CCGGCGTCCTAGTGCATGTCTCTGTTCAAGAGACAGAGACATGCACTAGGACTTTTTC-3′）设计靶向3′非翻译区并先前验证。用作阴性对照的非靶向shRNA序列为5′-CAACAAGATGAAGAGCACCAA-3′（Sigma-Aldrich）。转染后48小时开始收集慢病毒，并使用Lenti-X Concentrator（Takara Bio USA）连续3天浓缩。细胞在Opti-MEM Reduced Serum培养基（Thermo Fisher Scientific）中用慢病毒转导48小时。对于shRNA敲低，基于细胞系杀灭曲线数据，用10 μg mL^?1嘌呤霉素选择细胞。通过qRT-PCR确认敲低。

使用NHE-6 siRNA（m）（sc-42659；Santa Cruz Biotechnology Inc.）按照制造商说明转染3T3-L1衍生脂肪细胞。通过qRT-PCR确认敲低。该构建体是三种不同siRNA双链体的混合池：sc-42659A（Sense: CCACACCUUUGACGUUACAtt, Antisense: UGUAACGUCAAAGGUGUGGtt）、sc-42659B（Sense: CCACACUUCUGAUCGUGUUtt, Antisense: AACACGAUCAGAAGUGUGGtt）、sc-42659C（Sense: GAACCUGCGUUAAAUUCAUtt, Antisense: AUGAAUUUAACGCAGGUUCtt）。所有序列以5′→3′方向提供。

成熟脂肪细胞用PBS洗涤两次，并用4%多聚甲醛在室温固定1小时。细胞在0.5%油红O溶液（60%异丙醇，v/v）中在室温孵育1小时。两次PBS洗涤后，细胞保持在PBS中于4°C直至成像。使用Cytation C10显微镜（BioTek）捕获图像。对于定量，图像转换为灰度，并使用ImageJ（NIH）分析脂滴。

成熟脂肪细胞（分化第8天）在37°C、5% CO₂下血清饥饿2小时。细胞在冰冷1X Dulbecco磷酸盐缓冲盐水（Quality Biological）中冲洗一次，并在冰冷2%多聚甲醛中在室温固定5分钟。在PBS加10 mM甘氨酸中洗涤5分钟后，将一抗：抗c-Myc（MA1-980；Invitrogen）和抗HA（#3724；Cell Signaling Technology）添加到未透化细胞中，在室温15分钟。随后在PBS 10 mM甘氨酸中洗涤后，细胞与二抗抗小鼠Alexa Fluor 488（A11001；Invitrogen）和抗小鼠Alexa Fluor 555（A32727；Invitrogen）在室温孵育20分钟。在PBS加10 mM甘氨酸中洗涤后，将玻璃盖玻片使用Dako封片剂（Agilent）安装到玻璃载玻片上，并在4°C储存直至分析。

成熟脂肪细胞（分化第8天）血清饥饿2小时。细胞在冰冷1X Dulbecco磷酸盐缓冲盐水（Quality Biological）中冲洗一次，并在冰冷2%多聚甲醛中在室温固定5分钟。在PBS加10 mM甘氨酸中洗涤5分钟后，细胞使用0.1%皂苷在PBS + 10 mM甘氨酸中在室温透化10分钟。添加一抗抗mCherry（E5D8F；Cell Signaling Technology）在室温15分钟，随后在PBS 10 mM甘氨酸中洗涤。细胞与二抗抗兔Alexa Fluor 633（A21070；Invitrogen）在室温孵育20分钟。在PBS 10 mM甘氨酸中洗涤后，将玻璃盖玻片使用DAKO封片剂（Agilent）安装到玻璃载玻片上，并在4°C储存直至分析。

从Takaya Satoh教授（大阪都立大学）获得CD36表达质粒pCAGGS-CD36-V5×7-GFP，并使用Lipofectamine 3000（Invitrogen）按照制造商说明引入脂肪细胞。细胞然后在无血清DMEM中饥饿3小时，然后在37°C用基础或100 nM胰岛素含DMEM培养基刺激20分钟。处理后，细胞用4%多聚甲醛在室温固定10分钟，然后在4°C与针对V5表位标签的抗体（A190-119 A；Roche Applied Science）以1:100稀释度孵育过夜，不透化细胞。然后细胞与抗兔Alexa Fluor 633（A21070；Invitrogen）孵育1小时以检测抗V5标签抗体。细胞核用4′,6-二脒基-2-苯基吲哚染色蓝色，用PBS洗涤，盖玻片安装到玻璃载玻片上使用共聚焦显微镜成像。为了估算CD36-V5×7-GFP向质膜的相对易位，使用ImageJ（NIH）确定感兴趣区域内V5标签与GFP的荧光强度比。

使用LSM 700激光扫描共聚焦显微镜（Zeiss）配备63×/1.4 Oil DIC M27物镜和405、488、561和633 nm照明激光获取图像。将CZI图像加载到ZEN版本2.3（blue edition）（Zeiss）中处理2-D数据。为了量化表面定位，将CZI图像加载到Imaris版本9.5.1（Oxford Instruments）中。使用3-D数据上的Surfaces功能创建质膜渲染，然后进行平均强度值计算。对于3-D重建，使用Spots功能表示细胞表面的体素。对于共定位分析，使用Pearson相关系数量化重叠。

使用荧光标记脂肪酸类似物BODIPY? FL C₁₂（4,4-二氟-5,7-二甲基-4-硼-3a,4a-二氮-s-茚-3-十二烷酸；Invitrogen）研究脂肪酸摄取。简言之，脂肪细胞在无葡萄糖和血清的DMEM培养基中孵育2小时，然后在37°C用100 nM胰岛素含DMEM培养基刺激20分钟。对照细胞不接受胰岛素。孵育后，细胞用2 μM BODIPY? FL C₁₂染色指定时间。对于流式细胞术分析，细胞用PBS洗涤并收获。获得的细胞沉淀洗涤并重悬于PBS中，立即使用FACSymphony A3流式细胞仪（BD）分析。对于共聚焦成像，染色后细胞用PBS洗涤，并用4%多聚甲醛在室温固定10分钟。细胞再次用PBS洗涤，盖玻片安装到玻璃载玻片上使用LSM 700共聚焦显微镜（Zeiss）成像。

细胞用2.5%戊二醛在3 mM MgCl₂和0.1 M sodium cacodylate缓冲液中固定。在缓冲液中冲洗后，细胞在1%四氧化锇中后固定1小时。样品在水中冲洗，然后在梯度乙醇中脱水，随后使用Embed 812环氧树脂（Electron Microscopy Sciences）。第二天，每2小时更换新鲜树脂，然后将板在60°C设定烤箱中干燥。树脂（含细胞）固化后，从板上移除并修剪成块用于切片。使用UC7超薄切片机（Leica）切割超薄（60–70 nm）切片并收集在铜网上，随后用UranyLess和柠檬酸铅染色。透射电子显微镜试剂购自Electron Microscopy Sciences。使用Talos L120C（Thermo Fisher Scientific）在120 KV下进行透射电子显微镜成像，并使用Ceta CMOS相机（Thermo Fisher Scientific）获取。

成熟脂肪细胞（分化第8天）在DMEM中血清饥饿2小时。细胞在KRH缓冲液（140 mM NaCl, 5 mM KCl, 1.3 mM CaCl₂, 1.2 mM KH₂PO₄, 2.5 mM MgSO₄, 5 mM NaHCO₃, 25 mM Hepes和0.1%牛血清 albumin）中用100 nM胰岛素处理20分钟。接下来，将2-脱氧-d-[1,2-³H]葡萄糖（0.1 μCi; 0.2 mM）在含100 nM（或0 nM胰岛素用于无胰岛素对照）的KRH缓冲液中添加到每个孔中10分钟。摄取后，细胞用PBS洗涤三次，并在NaOH中裂解过夜。通过液体闪烁计数测量放射性。

收集细胞并在补充蛋白酶抑制剂混合物（Cell Signaling）和磷酸酶抑制剂（氟化钠和原钒酸钠；Sigma-Aldrich）的RIPA缓冲液（Thermo Fisher Scientific）中裂解。孵育30分钟后，细胞在13,000 g离心30分钟。收集上清液并通过70 μm细胞过滤器以消除碎片。使用二辛可宁酸测定进行蛋白质定量。每个样品20 μg蛋白质使用4–12% Bis-Tris凝胶（Thermo Fisher Scientific）通过电泳解析，并转移至硝酸纤维素膜（Bio-Rad）。免疫印迹用来自Cell Signaling Technologies的抗体（1:1000）探测，包括胰岛素受体-β（23413S）、Glut4（2213S）、P-Akt（#4060P）、Akt（#9272S）β-肌动蛋白（4967S）和sortilin（#20681S），以及来自Invitrogen的抗体，包括LRP-1（#PA5-81212）、GAPDH（#MA5-15738）和Abclonal FATP1（#NA12847），随后与辣根过氧化物酶偶联二抗孵育。使用化学发光底物可视化蛋白质。使用ImageJ（NIH）分析印迹。

将1 mg mL^?1吖啶橙（AO）（Sigma-Aldrich）储备溶液在水中制备并在4°C储存。成像前，将10 μM AO直接添加到细胞培养基中，并在37°C孵育10分钟。孵育后，细胞用PBS洗涤两次，然后直接使用SoRA SDC显微镜（Nikon）成像。为了进一步评估pH效应，细胞在添加AO前还用25 nM巴弗洛霉素（InvivoGen）处理2小时，并如上成像。

成熟对照或NHE6敲低（KD）脂肪细胞与1 μM莫能菌素（BioLegend）孵育16小时或25 nM巴弗洛霉素（InvivoGen）孵育2小时。孵育后，收集脂肪细胞并提取总蛋白质。

使用Prism版本9.3.1（GraphPad Software Inc.）进行统计分析。使用未配对Student双尾t检验或普通单因素ANOVA分析确定数据的统计显著性。图表显示平均值±SD（n = 3或图例中指定）。每个显示的数据点是三个技术重复的平均值。P < 0.05被认为具有统计显著性。

Results

NHE6 null mice show age-dependent reduction of body fat

尽管出生体重相似，Nhe6^KO小鼠成年后比WT对应物显得更小。使用开放流动间接量热系统监测体重、食物摄入、体力活动和全身代谢参数，并使用EchoMRI测量脂肪、瘦体重和水分质量。在3月龄时，饲喂标准（普通）饮食的两组小鼠之间体重或体脂无显著差异。食物摄入相似，活动或能量消耗差异未达显著性。然而，随着动物年龄增长，一些差异变得明显。到6–7月龄时，Nhe6^KO小鼠比同龄同性别对照动物体重更轻，脂肪量更低。然而，瘦体重和总身体水分未变化。食物摄入保持不变，尽管Nhe6^KO小鼠显示更大的能量消耗范围。类似地，先前研究报告在6月龄但非3月龄时Nhe6^KO小鼠椎骨中骨重量减少和小梁结构差异，尽管未观察到体重差异。

对年龄和性别匹配小鼠分离的脂肪组织进行H&E染色组织学分析。尽管BAT脂肪含量低，WT小鼠组织切片中脂滴清晰可见。相反，Nhe6^KO小鼠BAT中脂滴小而稀少，通过滴面积量化确认。在WAT中，脂滴大、单房且等同于脂肪细胞大小，如腹股沟和性腺WAT代表性H&E染色所示。WAT脂肪细胞大小随肥胖增加，并伴有血脂异常和糖尿病等共病。因此，值得注意的是，平均而言，来自Nhe6^KO小鼠的腹股沟和性腺WAT中脂滴大小显著更小。

接下来，我们考虑Nhe6^KO小鼠较低体重是否可通过高脂饮食（HFD）补偿，其中60%卡路里来自脂肪。因此，将5月龄小鼠置于HFD上15周，并每周监测体重。对照动物体重增加显著大于Nhe6^KO小鼠，在9月龄时 culminating 更大体重和脂肪重量。从Nhe6^KO动物分离的棕色和白色脂肪组织重量小于对照，肝脏也是如此。然而，骨骼肌和脑质量无差异。棕色和白色脂肪的H&E染色显示敲除小鼠中脂滴显著更小。总之，NHE6缺失导致脂肪积累全局减少，在HFD喂养下持续。

Nhe6 null mice show aberrant glycogen stores in liver and muscle

我们考虑NHE6对体重和脂肪量的稳健影响是否与饮食相关糖原储存和全身葡萄糖调节变化相关。脂肪组织是主要脂肪库，而骨骼肌和肝脏负责大部分餐后葡萄糖清除，储存为糖原。普通和HFD喂养小鼠骨骼肌的H&E染色在对照和Nhe6^KO动物中相似。为了揭示糖原含量，组织用高碘酸-希夫在缺乏（PAS）或存在淀粉酶（PASD）下染色。HFD上Nhe6^KO小鼠骨骼肌中糖原储存似乎适度减少，相对于对照动物。普通饮食中肝脏H&E染色在两组动物中相似，但显示HFD中Nhe6^KO相比对照脂肪积累 visibly 减少。出乎意料地，Nhe6^KO动物肝脏中糖原储存显示饮食依赖性差异与对照，普通饮食中视觉上更低但HFD中更高。这种逆转促使评估两组动物血清葡萄糖水平。基线禁食血清葡萄糖水平在饲喂普通的Nhe6^KO相比对照动物显著更高，但在HFD喂养Nhe6^KO小鼠中更低。腹腔注射后，葡萄糖清除在Nhe6^KO和对照中相似，但峰值血清水平在HFD上Nhe6^KO动物中更低。尽管无实质差异，葡萄糖处理显示Nhe6^KO动物中饮食依赖性改变，与肝脏糖原变化相关。

在肝脏中，葡萄糖转运蛋白异构体2（GLUT2）是促进葡萄糖双向转运的葡萄糖转运蛋白，实现葡萄糖摄取储存和释放到血流中。HFD可显著影响糖原储存和GLUT2表达。我们观察到肝脏组织中GLUT2表达的饮食依赖性变化，HFD下Nhe6^KO中显著减少。GLUT2下调可阻碍糖原合成和动员，严重缺陷导致Fanconi–Bickel综合征中过度肝脏糖原。因此，我们的观察需要更详细调查，但指出NHE6在GLUT2表达和肝脏糖原储存中的作用。

Differentiated adipocytes selectively upregulate Nhe6

为了评估NHE6对脂质和葡萄糖积累及胰岛素调节的细胞自主作用，使用脂肪生成鸡尾酒分化3T3-L1成纤维细胞。通过细胞油红O染色确认成功分化为脂肪细胞，和典型脂肪细胞基因Slc2a4（GLUT4）、Adipoq（脂联素）、Plin1（Perilipin-1）和Plin-2（Perilipin-2）的mRNA诱导。脂肪细胞分化伴随NHE6转录本近三倍增加。尽管NHE6增加幅度与脂肪细胞标记不在同一规模，但该类转运蛋白相关的高离子交换率（～1500离子