12周耐力训练通过调节细胞外囊泡蛋白质组改善肥胖成人全身性炎症：抗氧化机制的关键作用

本文探讨了12周耐力训练对肥胖成人循环细胞外囊泡（EV）蛋白质组的影响，发现训练虽未改变EV丰度，但显著调节其蛋白质组成，特别是上调抗氧化酶PRDX1，并伴随全身炎症标志物CRP和脂肪组织炎症因子（如IL-6、IL-1β、IFNγ）的降低。研究提示运动抗炎作用可能通过EV介导的抗氧化而非直接抗炎蛋白变化实现，为理解运动改善肥胖相关炎症提供了新视角。

　　

1 引言

肥胖被世界卫生组织定义为一种慢性复杂疾病，其特征是过多的脂肪沉积损害健康。全球肥胖患病率在过去50年中急剧上升，预计到2025年，男性患病率将达18%，女性达21%。肥胖是多种非传染性疾病的主要风险因素，其过度的脂肪积累会引发局部白色脂肪组织炎症和异位脂质沉积，最终导致全身性低度炎症。这种炎症状态增加了心血管疾病、糖尿病、肌肉骨骼疾病和某些癌症的风险。

为减少这些局部和全身炎症特征，通常建议采用非药物干预，如热量限制和运动。耐力运动单独或与抗阻训练结合似乎是减少全身低度炎症的有效方法。潜在机制尚不完全清楚，但可能涉及骨骼肌急性释放白细胞介素（IL）-6、减少脂肪组织缺氧、减少内皮细胞产生的粘附分子以及调节免疫细胞功能。

近年来，细胞外囊泡（EVs）被认为是运动训练诱导的抗炎细胞间通讯的参与者。虽然EV cargo在胰岛素抵抗和2型糖尿病等代谢障碍中发生改变，但运动可以恢复健康和有功能的cargo。通过运输exerkines，EVs可能参与训练后观察到的炎症减少。例如，Sullivan等人表明，一周的并发运动训练足以调节肥胖个体肌肉来源的EV cargo。训练后，与IL-10、IL-6、Toll样受体和核因子κB（NF-κB）信号通路相关的miRNA EV content被修改。在肥胖小鼠中，8周的跑步机耐力训练也显著调节了EV miRNA content（即miR-22-3p、-122和-192水平降低）。这种下调可能部分解释了在脂肪水平测量的积极结果，因为这些miRNA与受损的脂肪生成、胰岛素增加和脂肪量增加有关。训练后，观察到小脂肪细胞数量增加、大脂肪细胞数量减少、脂肪生成标志物表达增加以及脂肪生成酶活性增加。这些适应可能反过来有助于减少脂肪组织炎症。

在表现出胰岛素抵抗的肥胖人群中，一项12周的高强度间歇训练（HIIT）也能调节EV蛋白质组。此外，观察到20S核心蛋白酶体复合物的上调，这可能通过降解NF-κB减少炎症。虽然该研究未涉及全身炎症，但训练后骨骼肌NF-κB表达降低。这导致作者假设EV content可能靶向特定的肌细胞信号通路，从而减少炎症。

尽管越来越多的证据表明EVs参与运动的抗炎作用，但我们的理解仍然有限。本研究旨在调查在肥胖 sedentary 成人的炎症状态下，耐力训练如何调节循环EV蛋白质组。

我们的研究揭示了几个关键发现。首先，我们观察到低容量耐力训练（90分钟/周）有效减少了全身炎症，且不依赖于任何体重或脂肪量减少。其次，在12周训练计划后，EV蛋白质组的丰度和多样性显著调节。第三，发现耐力训练调节抗氧化EV content，而不是促炎或抗炎蛋白。最后，我们发现收缩活动增加了从人类肌管释放的EVs的抗氧化content。

2 材料与方法

2.1 参与者

23名 sedentary 男性成年人（30-55岁）根据其体重指数（BMI）（介于20-28 kg·m^?2或高于30 kg·m^?2）招募。仅包括男性参与者以减少激素变异性并分离耐力训练对EV蛋白质组调节的影响。所有参与者均书面同意自愿参与实验，该实验经UCLouvain伦理委员会批准（2021/22MAR/134）并根据《赫尔辛基宣言》进行。组织了医学检查，排除了定期体育活动（90分钟/周）、确诊癌症、糖尿病、未治疗的甲状腺疾病、肝脏和肾脏疾病、长期使用抗炎药物（例如，长期使用抗风湿药或镇痛药）、类固醇以及任何可能危及参与者安全的最大摄氧量（VO₂ peak）测试的健康风险。经过DEXA扫描分析（HOLOGIC, Discovery W [S/N 84165]）后，参与者根据脂肪百分比分为瘦组或肥胖组，因为BMI常常误导。确实，高脂肪但低肌肉量的个体可能被BMI错误分类为正常，因为该指标未考虑身体成分。因此，脂肪百分比高于25%的个体被分类为肥胖个体。要求参与者在研究期间保持其 usual 饮食习惯，并在样本收集或测试访问前一天避免 unusual 活动。在23名参与者中，有3人因COVID、COVID隔离和个人原因 respectively 未能完成整个研究方案。

2.2 实验方案

该研究在2021年9月至2022年6月期间分两个实验期进行。每个期间组织3个阶段：3次预测试访问、12周训练和2次后测试访问。第一次访问时，参与者空腹来到实验室接受医师医学检查以确保其符合研究资格。收集第一次血样以评估其代谢和炎症状态。第二次访问包括身体成分分析，随后在自行车测力计（Cyclus II; RBM Electronics, Leipzig, Germany）上进行增量运动测试以评估有氧 fitness，通过VO₂ peak和峰值功率输出（PPO）确定。起始负荷设置为70 W，每2分钟增加30 W直至力竭。在整个测试过程中持续监测心率（HR）（Polar Team System 2; Polar Electro, Kempele, Finland）和呼吸交换（Ergocard Clinical, Medisoft, Sorinnes, Belgium）。最后，在预测试期的最后一次访问中，在空腹休息状态下收集血液、骨骼肌和腹部皮下脂肪组织样本。在这三次测试访问之后，参与者在自行车测力计上进行了12周、每周3次的 supervised 训练。每次会话持续30分钟，强度为VO₂ peak的60%。这些会话的短持续时间有助于限制时间约束，中等强度使肥胖人群能够良好耐受运动，同时仍足够强烈以诱导适应。在4周和8周后，强度分别增加到初始VO₂ peak的70%和80%。在干预期结束时，重新评估身体成分和有氧 fitness，并在96小时后，在空腹休息状态下，在与预测试相同的时间收集血液、骨骼肌和皮下脂肪组织样本。

2.3 血液、骨骼肌和脂肪组织样本收集

从 forearm 肘前静脉采血到EDTA和肝素锂管中。然后将血液在4°C下以2000 × g离心15分钟以获得血浆。对EDTA管进行额外的15分钟2000 × g离心以去除剩余血小板。将无血小板血浆和肝素化血浆在?80°C下冷冻直至EV分离和代谢/炎症分析 respectively。

根据改良的Bergstr?m技术 with suction 在股外侧肌进行骨骼肌活检。局部麻醉（1% xylocaine without epinephrine, Aspen, Dublin, Ireland）后，用手术刀做5 mm切口，并施加压力10分钟以减少出血。然后将Bergstr?m针插入切口，至少超出筋膜1 cm以到达肌肉，并进行三次连续切割以获得约100 mg样本。样本立即在液氮中冷冻并储存在?80°C。由于大腿肥胖度高，3名肥胖参与者无法进行骨骼肌活检（n = 7）。一名瘦参与者也无法进行骨骼肌活检（n = 12）。

使用Menghini肝活检套件（Hepafix, Braun, Germany）从脐周腹部皮下脂肪组织库收集皮下脂肪组织活检。将组织样本立即放入盐水中以去除血液。然后将组织在液氮中冷冻并储存在?80°C。由于程序持续时间，对8名瘦参与者和7名肥胖参与者进行了皮下脂肪组织活检。

2.4 代谢和炎症状态

使用自动分析仪（PENTRA C200, HORIBA Medical, Japan）评估血糖、高密度脂蛋白（HDL）、低密度脂蛋白（LDL）和C反应蛋白（CRP）的血浆水平。使用Mercodia（Winston Salem, NC）的超灵敏胰岛素试剂盒通过ELISA测定胰岛素血浆水平。两项分析均在肝素化血浆上进行。

通过稳态模型评估（HOMA）和定量胰岛素敏感性检查指数（QUICKI）估算胰岛素敏感性。这些指数根据空腹血样计算。胰岛素抵抗的HOMA（HOMA-IR）和β细胞功能的HOMA（HOMA-β）使用以下公式计算：HOMA-IR = [空腹胰岛素（mUI·L^?1） × 空腹葡萄糖（mg·dL^?1）/405] 和 HOMA-β = [360 × 空腹胰岛素（mUI·L^?1）/空腹葡萄糖（mg·dL^?1） ? 63]。QUICKI使用以下公式计算：1/[log(空腹胰岛素) + log(空腹葡萄糖)]。通过电化学发光免疫测定（ECLIA）使用来自Meso Scale Discovery（MSD）的U-PLEX Proinflam Combo 1试剂盒分析血浆和皮下脂肪组织中促炎和抗炎细胞因子的水平。

2.5 EV分离和浓度

EV分离和表征根据研究时现行的国际细胞外囊泡学会（ISEV）指南进行。该程序在从EDTA管收集的血浆中获得的无血小板血浆上进行。通过差速离心在2000 × g和20,000 × g respectively 离心1小时，从无血小板血浆中去除凋亡 bodies 和大囊泡。然后将上清液通过0.22 μm注射器过滤器过滤，并使用qEVoriginal SEC柱（Izon Science）通过尺寸排阻色谱（SEC）进行EV分离。根据制造商建议，将1毫升无血小板血浆上样到柱上，并收集500 μL fractions。Fractions 7至9被认为是EV-rich且蛋白质和脂蛋白poor，如我们小组先前工作所述。对于每个样本，通过SEC进行两次独立分离（2 × 1 mL血浆）。将SEC后获得的重复（2 × 500 μL）fractions 7、8和9合并，并在4°C下以100,000 × g超速离心18小时（TLA55转子，k因子66，Beckman）。去除上清液以将样本浓缩10倍，并将三个 pellet fractions（7、8和9）合并，以获得每个参与者的一个样本，用于进一步的western blot和质谱分析。

2.6 纳米颗粒跟踪分析（NTA）

在超速离心之前，将fractions 7、8和9的少量样本（20 μL）合并用于NTA。使用Zetaview（Particle Metrix, GmbH）计数EVs，该仪器通过激光散射显微镜 combined with 视频相机捕获布朗运动以获得尺寸分布（50–1000 nm）和浓度。将样本在UltraPure DNase/RNase-free蒸馏水中以1:20–1:4000稀释，以达到50–200颗粒/帧，对应于～2.10⁷–1.10⁸颗粒·mL^?1。灵敏度设置为80，相机快门设置为100，以在单独注入UltraPure水时检测少于5–10颗粒/帧作为背景。以中等分辨率在细胞室的11个不同位置进行测量，每个位置进行2个循环。使用Zetaview软件生成文本文件结果。

2.7 透射电子显微镜（TEM）

在超速离心之前，通过负染色在TEM中拍摄EV图像。使用Maze Ni-grids（formvar-和碳涂层[碳层厚度：3 nm]）并在15 mA下进行辉光放电40秒。将等分试样（5 μL） blot 在用自锁镊子固定的 grids 上。通过将滴留在涂层面朝上并在滤纸上 dabbed dry，使样本吸附在grid上1分钟。将grids在放置在parafilm sheet上的Milli-Q水液滴中洗涤五次。用滤纸 dab dry 多余液体，并用25%醋酸铀酰替代染色剂（UAR-EMS，一种具有可比结果的铀酰乙酸非放射性替代品）染色1秒，并在第二滴UAR中染色1分钟。用滤纸去除多余染色剂。Grids在成像前至少空气干燥4小时。样本在操作电压为80 kV的JEM 1400plus TEM（JEOL, Tokyo, Japan）上观察。

2.8 质谱分析

将每个EV样本转移到0.5 mL聚丙烯Protein LoBind Eppendorf管中，并用5体积的冰丙酮在?20°C下沉淀1小时。通过在含有6 M尿素和2 M硫脲的变性裂解缓冲液中于pH 8.5的100 mM三乙基碳酸氢铵中涡旋1小时并在20°C的H-40超声浴（EMAG Emmi）中超声处理2 × 5分钟，使沉淀溶解。通过添加5 mM二硫苏糖醇还原蛋白质，并通过添加15 mM碘乙酰胺烷基化。将样本在pH 8.5的100 mM三乙基碳酸氢铵中稀释5倍。通过添加2 μg胰蛋白酶在37°C overnight 进行蛋白水解。每个样本在Savant Speed Vac Concentrator中真空干燥。使用nanoUPLC（Waters）在200 ng消化蛋白质上进行肽分离。对于在线液相色谱质谱（LC-MS）分析，nanoUPLC通过nano电喷雾电离（nanoESI）源发射器与质谱仪耦合。在配备NanoLockSpray双电喷雾离子源（Waters）的SYNAPT G2-Si高清晰度质谱仪（Waters）上进行离子迁移分离—高清晰度增强迁移分离（IMS-HDMS^E）分析。使用Progenesis QI（Nonlinear DYNAMICS, Waters）软件处理HDMS^E数据，使用物种特异性数据库（UNIPROT）。使用免费网络工具DeepVenn生成维恩图。使用PantherDB 18.0识别信号通路。

2.9 蛋白质分离和Western Blotting

将样本（约20 mg骨骼肌和约50 mg腹部皮下脂肪组织）在冰 cold 裂解缓冲液（20 mM Tris–HCl pH 7.0, 270 mM蔗糖, 5 mM EGTA, 1 mM EDTA, 1 mM原钒酸钠, 50 mM B-甘油磷酸酯, 5 mM焦磷酸钠, 50 mM氟化钠, 1 mM二硫苏糖醇, 1% Triton-X 100和 complete 蛋白酶抑制剂片剂）中用Polytron混合器 homogenized。骨骼肌样本在4°C下以10,000 × g离心10分钟，并将上清液等分保存在?80°C。皮下脂肪组织样本在20,000 × g下离心10分钟，并收集 infranatant（上层脂肪层和下层细胞碎片之间的透明层）并储存在?80°C。使用DC蛋白质测定（Bio-Rad, Hercules, CA, USA）试剂盒以牛血清白蛋白作为标准测定每个样本的蛋白质浓度。

对所有样本加载20至40微克蛋白质用于骨骼肌和皮下脂肪组织样本以及等体积的囊泡 isolate。通过SDS-PAGE（8%–15%凝胶）分离蛋白质，并转移到聚偏二氟乙烯（PVDF）膜（Immobilon Transfer Membrane; Millipore）上。膜在含有5%脱脂牛奶的 tris 缓冲盐水（TBS）-Tween中在室温下封闭1小时。膜在4°C下与一抗孵育 overnight，随后在室温下与辣根过氧化物酶偶联的二抗孵育1小时。应用以下抗体：载脂蛋白（APO）B（1:1000, Santa Cruz, sc-376818）、APO A1（1:1000, Santa Cruz, sc-393636）、ALG-2相互作用蛋白X（ALIX）（1:500, Cell Signaling Technology (CST), E6P9B）、分化簇（CD）9（1:1000, CST, D3H4P）、CD63（1:1000, Santa Cruz, sc-5275）、CD81（1:1000, CST, D3N2D）、肿瘤易感基因101（TSG101）（1:1000, Abcam, Ab30871）、calnexin（1:1000, CST, 2433）、LC3b（1:1000, Sigma, SAB4200361）、TOM20（1:1000, CST, 42406）、过氧化物酶体增殖物激活受体γ共激活因子1α（PGC-1α）（1:1000, Santa Cruz, sc517380）、氧化磷酸化（OXPHOS）（1:1000, Abcam, Ab110413）、血管内皮生长因子A（VEGF-A）（1:500, Santa Cruz, sc-7269）、柠檬酸合酶（CS）（1:1000, CST, D7V8B）、琥珀酸脱氢酶A（SDHA）（1:1000, Santa Cruz, sc-390381）、细胞外信号调节激酶（ERK）1/2（1:1000, CST, L34F12）、p-ERK 1/2（1:1000, CST, D13.14.4E）、NFκB（1:1000, CST, D14E12）、p-NFκB（1:1000, CST, 93H1）、缺氧诱导因子1α（HIF-1α）（1:500, CST, D2U3T）、过氧化氧还蛋白（PRDX）1（1:1000, CST, D5G12）、肌动蛋白（1:5000, BD Biosciences, 612656）和真核翻译延伸因子2（eEF2）（1:1000, CST, 2332）。此后扫描膜，并使用GeneSnap软件和工具（Syngene, Cambridge, United Kingdom）量化蛋白质。骨骼肌蛋白质归一化为eEF2，而皮下脂肪组织蛋白质归一化为肌动蛋白。对于蛋白质磷酸化状态，如果后者不受训练影响，则将磷酸化形式报告为总形式。如果总形式在这些条件下发生变化，则仅呈现归一化为eEF2的磷酸化形式。对于PRDX1 EV富集，PRDX1丰度归一化为用于验证和量化的EV标志物的几何平均值（ALIX、TSG101和CD9）。

2.10 氧化应激评估

使用OxyBlot蛋白质氧化检测试剂盒（Millipore）检测蛋白质侧链中羰基的存在。简而言之，10 μg蛋白质裂解物通过与2,4-二硝基苯肼溶液反应15分钟衍生化为2,4-二硝基苯腙（DNP-hydrazone）。然后中和溶液。将衍生化样本通过SDS-PAGE分离并转移到PVDF膜上，并使用兔抗DNP一抗检测总蛋白质羰基化。

2.11 RNA分离和实时定量PCR

约15 mg骨骼肌样本和50 mg皮下脂肪组织样本在1 mL Trizol试剂（Invitrogen, Merelbeke, Belgium）中使用Polytron混合器 homogenized。根据制造商说明进行RNA分离。通过Nanodrop分光光度法评估RNA质量和数量。使用来自Bio-Rad Laboratories（Nazareth, Belgium）的iScript cDNA合成试剂盒从1 μg RNA进行逆转录，遵循制造商说明。使用的引物见表S2。使用以下条件运行RT-qPCR：95°C 3分钟，随后40个循环的95°C 15秒和60°C 30秒。所有样本均重复运行，每个反应在10 μL体积中进行，其中包含4.8 μL SsoAdvanced Universal SYBR Green SuperMix（Bio-Rad Laboratories）、0.1 μL每种引物（100 nM最终浓度）和5 μL适当稀释的cDNA。系统执行熔解曲线以进行质量控制。为补偿输入RNA量和逆转录效率的变化，量化骨骼肌的β-2-微球蛋白（B2M）和皮下脂肪组织的肽基脯氨酰异构酶A（PPIA）。每个感兴趣基因的结果归一化为归一化基因（每个基因的表达不受实验条件影响）。

2.12 细胞培养和电脉冲刺激

如实验室常规进行，从健康男性成年供者（36 ± 12岁，25 ± 2 kg·m^?2）的股外侧肌分离人类卫星细胞，并在成肌细胞阶段生长后冷冻。将人类成肌细胞（第5代）接种在35 mm培养皿中的六孔板中，并在37°C、5% CO₂的湿润空气 atmosphere 中孵育。细胞在DMEM（Life Technologies）中生长，补充有20% FBS、1%青霉素/链霉素和0.5% Ultroser G。当细胞90%汇合时，将增殖培养基更换为分化培养基（DMEM），其中含有2% FBS和1%青霉素/链霉素。每2天更换一次分化培养基。在分化第5天，将所有培养板中的培养基更换为EV-depleted培养基。使用C-Pace EP细胞培养刺激器，带有C-dish和碳电极（IonOptix, Milton, MA, United States），用电脉冲刺激（EPS, 1 Hz, 10 V, 2 ms持续24 h）刺激完全成熟的肌管，或在对照条件下保持未刺激。此后，收集培养基用于EV分离和分析。上述实验进行了五次（n = 5）。在线支持信息中提供了收缩肌管的视频。

2.13 从培养基中分离EV和分析

对于所有五次实验，将每个EPS板中六个孔的培养基和每个对照板中六个孔的培养基合并成为单个样本以获得足够的材料。此后，通过差速和超速离心从培养基中分离EVs。通过以300 × g离心10分钟、2000 × g离心20分钟和10,000 × g离心30分钟 respectively 去除细胞碎片、凋亡 bodies 和大囊泡。最终，将上清液两次以100,000 × g超速离心105分钟（TLA55转子，k因子66，Beckman）。将含有EVs的最终沉淀重悬于100 μL磷酸盐缓冲盐水（PBS）中。

通过western blot确认EVs的存在，并使用细胞内成分标志物（内质网、自噬体和线粒体）验证样本纯度。通过计算EPS和对照条件之间EV标志物的 delta，归一化为初始细胞蛋白质浓度，来量化EV释放。基于EPS和对照条件之间PRDX1丰度的 delta，归一化为用于量化的EV标志物的几何平均值（ALIX、TSG101和CD9），评估EV抗氧化富集。

2.14 统计学

使用社会科学统计软件包（SPSS v.25.0; IBM, Armonk, NY, USA）进行统计分析。通过Shapiro–Wilk检验评估分布的正态性。对于参与者特征，使用独立t检验或Mann–Whitney检验基于正态性进行训练前组间比较。对于训练干预，应用线性混合模型，使用时间和组作为固定因素，参与者作为随机因素。分析训练和肥胖对骨骼肌、皮下脂肪组织和血浆EVs的影响。统计显著性设定为p ≤ 0.05，并且仅当交互作用（时间*组）显著时应用Sidak检验进行事后 pairwise 比较。对于细胞培养实验，数据呈现为EPS和对照条件之间的 delta。使用非参数单样本t检验比较平均 delta 与0以评估EPS效应。使用四分位距（IQR）方法检测异常值。大于第3四分位数 + 1.5IQR或小于第1四分位数 ? 1.5IQR的值被视为统计异常并从分析中移除。使用GraphPad Prism 8.4.0创建图表。数据报告为平均值（和图的 individual points）± SD。使用R（版本R-4.3.0）软件对蛋白质组学进行特定统计分析。将蛋白质丰度进行log₂转换，然后通过中位数归一化。使用R包limma进行差异丰度分析，基于 contrasts 和 moderated t统计比较训练和健康状况效应。将生物学重复作为 blocking effect 包含在limma回归中以调整它们之间的差异。获得的p值通过错误发现率进行调整。所有检验均为双尾。 resulting 调整后的p值和log₂倍数变化在火山图中表示。

3 结果

3.1 身体成分和健康评估

经过12周训练后，两组体重和脂肪百分比均未发生变化。由于相对较低的训练量（90分钟/周）和饮食维持，我们的研究并非旨在减少脂肪量。虽然脂肪量减少可能是减少炎症的有效策略，但本研究旨在调查训练效果，而不 specifically 寻找脂肪量减少。关于健康水平，与文献类似，我们观察到两组VO₂ peak（约4 mL·min^?1·kg^?1）均增加。除了VO₂ peak之外，我们还发现肥胖参与者在次最大强度下的呼吸交换比（RER）降低，表明运动期间脂质代谢改善。这种适应通常在肥胖个体耐力训练后发现。尽管胰岛素、HOMA-IR和HOMA-β存在交互作用趋势，肥胖参与者数值降低，但训练后未发生主要代谢适应。为更显著改善胰岛素敏感性，可能需要更长时间、更高 volume、更高强度或这些的组合。

3.2 代谢和全身炎症状态

耐力训练诱导了关于代谢和全身炎症的 several 适应，主要在肥胖个体中。空腹血浆胰岛素水平在肥胖参与者中高于瘦参与者，但未因耐力训练而改变。相反，虽然葡萄糖浓度在组间无差异，但耐力训练在瘦组和肥胖组中诱导了不同的反应。HOMA-IR和HOMA-β指数在肥胖参与者中较高，但不受训练影响。此外，QUICKI值在肥胖参与者中较低，但也不受耐力训练改变。最后，训练干预后HDL和LDL未发现差异。

发现时间（训练：p = 0.045）、组（p < 0.001）和交互作用（p = 0.030）对血浆CRP水平的主要影响，反映了随时间推移和组间全身炎症状态的变化。事后分析显示，两组之间差异在训练前和训练后均存在。训练仅减少肥胖组的CRP水平（?57%）。

3.3 皮下脂肪组织炎症状态

通过测量促炎和抗炎细胞因子水平评估皮下脂肪组织内的炎症。响应耐力训练，IL-6、IL-2、IL-1β和IFNγ水平降低。更 particularly，IFNγ水平受训练调节，仅在肥胖组中降低（?70%）。未发现IL-8的训练效应，但组间存在显著差异，肥胖参与者测量值更高。最后，腹部皮下脂肪组织IL-12p70、IL-4、IL-10、IL-13和TNF-α水平既不受训练影响，也不受肥胖状态影响。

3.4 骨骼肌适应

PGC-1α的蛋白质表达未因耐力训练而改变。OXPHOS复合物III和V的表达在两组中以不同方式调节。事后分析显示，仅在肥胖参与者中OXPHOS CIII表达增加（+52%）。