《International Journal of Molecular Sciences》：Modeling Celiac Disease: From Pathogenesis to Therapy
乳糜泻（Celiac disease, CeD）是一种常见的胃肠道疾病，由遗传易感个体摄入麸质（gluten）所触发。其特征涉及适应性和固有免疫的复杂免疫应答，最终导致肠黏膜损伤及广泛的肠外表现。尽管在理解CeD发病机制方面已取得重大进展，若干问题仍未得到解答。此外，目前唯一可用的治疗手段为无麸质饮食（gluten-free diet），而研究正积极探索至少能够辅助饮食治疗的新疗法。深入理解CeD潜在机制的复杂性，要求开发并使用不同的实验模型，这些模型使得对特定通路和细胞群体的研究成为可能。在本综述中，我们对用于探究CeD相关通路的主要体外（in vitro）、离体（ex vivo）及体内（in vivo）模型进行了批判性且最新的概述，包括人细胞系、十二指肠活检组织的离体培养、肠道类器官（intestinal organoids）及小鼠模型。针对每种模型，我们重点阐述了其特异性特征、优势与局限性，以及在转化研究中的潜在应用。
1. 引言
乳糜泻（Celiac disease, CeD）是一种介于食物超敏反应与自身免疫之间的免疫介导性肠病，全球普通人群患病率为0.7%–2.9%。该疾病由对膳食麸质蛋白（来自小麦及其近缘黑麦和大麦的醇溶蛋白）的异常免疫应答驱动，表现为小肠炎症和组织损伤。CeD具有强遗传背景，仅发生于携带HLA-DQ2或HLA-DQ8分子的个体。疾病特征包括上皮内淋巴细胞（intraepithelial lymphocytes, IELs）浸润、隐窝增生和绒毛萎缩，以及血清中抗2型组织转谷氨酰胺酶（type 2 tissue transglutaminase, TG2）抗体的存在。目前唯一可用的治疗手段仍为终身无麸质饮食（gluten-free diet, GFD），该疗法并不能彻底治愈疾病，且严格依从难以维持。部分患者可出现对GFD的原发性或继发性无应答，发展为难治性乳糜泻（refractory celiac disease, RCD）。
CeD病理生理机制为多因素共同作用。麸质仅被胃肠道蛋白酶部分消化，其抗性肽段穿越肠上皮后经TG2脱酰胺，增强与HLA-DQ2/DQ8分子的结合亲和力。在固有层中，抗原呈递细胞（antigen-presenting cells, APC）将HLA-麸质肽复合物呈递给CD4+ T细胞，后者产生IFN-γ和IL-21等促炎因子，并与B细胞相互作用，促进抗麦胶蛋白、脱酰胺麦胶蛋白及自身抗原TG2抗体的产生。麸质还可直接刺激肠上皮细胞，诱导MICA/B、HLA-E等应激分子高表达并分泌IL-15——CeD黏膜的标志性分子。IL-15促进IELs（尤其是CD8+ T细胞）的活化和细胞毒性重编程，导致上皮细胞靶向损伤。
尽管取得显著进展，CeD发病机制的诸多方面仍待阐明，包括非HLA基因的作用、麸质以外的触发因素、肠道菌群及免疫代谢的影响、麸质肽穿越肠上皮的机制、口服耐受被打破的过程、γ/δ TCR+细胞及其他淋巴细胞亚群（如固有淋巴样细胞，ILCs）的作用，以及适应性与固有免疫之间精确的相互作用和时间顺序。
对致病机制的深入理解是开发根治性疗法的前提。目前已鉴定的主要致病通路也是多种在研治疗策略的靶点，包括：减少麸质抗原负荷（麸质降解酶、基因改良小麦、肠道内麸质隔离剂、紧密连接调节）；限制免疫应答（掩盖免疫原性表位、抑制TG2活性、阻断麦胶蛋白呈递、阻断细胞因子信号、肠道释放皮质类固醇）；以及恢复免疫耐受的免疫调节策略。
由于尚无实验模型能完全再现CeD中遗传、免疫和环境因素的复杂相互作用及其多样临床表现，体外、离体和体内模型在推动CeD发病机制认知方面发挥了关键作用。本综述概述了研究CeD的主要实验方法，讨论了各模型的特性、优势与局限性，并考察了不同模型对CeD知识进展及治疗策略评估的贡献。
2. 研究CeD相关机制的细胞模型
体外实验模型对解析CeD的分子和细胞机制至关重要。最广泛使用的体外系统包括：从CeD患者肠黏膜扩增的麦胶蛋白特异性CD4+ T细胞系、肠上皮肿瘤来源细胞系（主要为Caco-2），以及上皮-免疫共培养模型。
2.1. 麦胶蛋白特异性肠道CD4+ T细胞系（iTCLs）
CeD的标志性特征是在固有层中存在麸质反应性CD4+ T细胞。这些抗原经历的记忆T细胞可从CeD患者肠道活检组织中离体扩增，生成麦胶蛋白特异性多克隆T细胞系（intestinal T-cell lines, iTCLs）或单个T细胞克隆。iTCLs是密切反映疾病相关HLA-DQ2/DQ8限制性T细胞应答的独特体外模型，可直接研究麸质免疫原性和T细胞活化通路。早期研究表明，麦胶蛋白特异性T细胞系可从CeD患者（而非非乳糜泻对照）中生成，也可从接受GFD的患者及潜在CeD个体中扩增。
iTCLs通常通过胶原酶消化及上皮与固有层分离等方案从小肠活检组织中生成，并以自体照射外周血单个核细胞（peripheral blood mononuclear cells, PBMCs）作为抗原呈递细胞进行刺激。长期维持通过异源PBMCs饲养细胞、植物血凝素和IL-2的反复刺激循环实现。抗原特异性通过T细胞增殖试验和细胞因子读数（尤其是IFN-γ产生）评估。
iTCLs在定义CeD免疫发病机制中发挥了核心作用：证实麸质特异性应答以Th1样细胞因子产生为主，并确认了Th17和调节性亚群的存在。短期iTCL培养已用于比较不同Marsh分级间的免疫细胞群体变化。iTCLs和T细胞克隆在阐明TG2介导脱酰胺增强麸质免疫原性及HLA-DQ2/DQ8结合方面具有基础性意义，并已实现HLA-DQ2.5、HLA-DQ2.2和HLA-DQ8限制性免疫优势表位的定位，为鉴定致病性麸质序列和表征麸质特异性TCR谱系提供了实验基础。
在转化应用方面，iTCLs被用于评估替代谷物和伪谷物的免疫原性潜力、检测加工食品中麸质的免疫原性、验证麸质解毒策略（包括麸质降解酶和基于微生物转谷氨酰胺酶的转酰胺化方法）、支持低免疫原性小麦品系的开发、评估免疫调节策略（如IL-10、间充质干细胞、壳聚糖处理），以及测试靶向HLA-肽复合物的方法（TCR样单克隆抗体、HLA-DQ2/DQ8麦胶蛋白拮抗肽、重组HLA-DQ2.5/肽分子）。
iTCLs的主要优势在于高疾病相关性和保留的抗原特异性。然而，它们主要反映CeD的适应性免疫组分，不能完全再现肠黏膜微环境的复杂性；其生成和扩增技术要求高，需获取患者来源的肠道活检组织及专业实验室技能，且受个体间差异影响。长期体外培养和反复抗原刺激可能改变T细胞群体的生理组成，导致高增殖克隆的优先扩增。
2.2. 肠上皮细胞系
肠上皮功能障碍和屏障损伤是CeD发病中的关键早期事件。人肠上皮肿瘤来源细胞系被广泛用于模拟上皮对麸质衍生肽的应答，其中Caco-2细胞应用最为广泛。尽管来源于人结肠腺癌，Caco-2细胞可自发分化为具有小肠吸收性肠细胞特征的极化单层，包括刷状缘形成和紧密连接发育。
Caco-2细胞可在Transwell插入物上培养生成极化上皮，通过跨上皮电阻（transepithelial electrical resistance, TEER）和细胞旁通透性试验定量评估屏障完整性。细胞通常暴露于麦胶蛋白消化物或特定麦胶蛋白肽（如p31–43/p31–49），常在模拟炎症应激的条件下进行。
Caco-2细胞研究已证明麦胶蛋白肽可直接诱导上皮应激应答，包括TEER快速下降和细胞旁通透性增加。麦胶蛋白暴露还与氧化应激应答、活性氧（reactive oxygen species, ROS）生成增加、线粒体功能障碍及代谢改变相关。该模型还用于研究麦胶蛋白触发的细胞内通路，包括钙依赖性信号、内质网（endoplasmic reticulum, ER）应激及TG2依赖性通路激活，以及上皮细胞因子和趋化因子释放的表征。
Caco-2模型的另一重要贡献是分析麦胶蛋白肽跨上皮层的转运，证明免疫原性肽可移位至基底外侧室，且分泌型IgA可能促进上皮转运机制。在转化层面，Caco-2系统广泛用于测试治疗策略，包括益生菌和后生元、麸质降解酶、中和性聚合麦胶蛋白结合剂、抗氧化剂、调节紧密连接完整性的药物（如连蛋白通路抑制剂）及TG2抑制剂ZED1227。
其他上皮细胞系包括IEC-6细胞（源自正常大鼠空肠隐窝的非转化肠上皮细胞系），用于研究麸质诱导效应和连蛋白释放，并作为免疫荧光试验中检测抗肌动蛋白自身抗体（anti-actin autoantibodies, AAA）的底物。小鼠小肠肠细胞系Mode-K被提出作为互补上皮模型，可能更好地反映小肠上皮对氧化和炎症损伤的易感性，对麦胶蛋白诱导的毒性更敏感。
上皮细胞系模型的优势在于可重复性、低成本、可扩展性及适用于高通量筛选。主要局限性在于其癌症来源可能影响分化程序、信号通路和免疫应答性；缺乏HLA-DQ2/DQ8表达及免疫、基质和微生物组分；无法再现组织架构、隐窝-绒毛动力学或CeD发病中的适应性免疫激活。
2.3. 上皮-免疫共培养模型
为部分再现体外上皮-免疫串扰，研究者开发了将上皮细胞与PBMCs或髓系细胞系来源的免疫细胞结合的共培养模型。最简单的系统涉及极化Caco-2单层在基底外侧室存在PBMCs的条件下暴露于麦胶蛋白肽。更复杂的模型包括整合上皮细胞、免疫细胞和成纤维细胞等基质组分的3D多细胞系统。例如，Truzzi等人开发了包含Caco-2细胞、U937免疫细胞和L929成纤维细胞的三组分3D肠道模型，用于评估不同小麦品种麦胶蛋白和谷蛋白诱导的炎症应答。
共培养模型已证明麦胶蛋白暴露不仅可诱导上皮屏障损伤，还可诱导免疫激活和细胞因子放大，特别是TNF-α和IL-6分泌增加。多细胞模型已用于比较古代与现代小麦蛋白的促炎潜力。共培养系统代表了上皮单层培养与组织离体模型之间的中等复杂度水平，可在受控条件下研究双向上皮-免疫信号。然而，PBMC系统表现出高供体间变异性和标准化困难；多数共培养模型缺乏关键基质组分、组织驻留免疫细胞、微生物来源因子、血管化和淋巴组分。
3. 乳糜泻中的肠道组织建模
离体肠道模型在受控条件下研究麸质诱导应答方面已成为不可或缺的实验工具，保留了肠黏膜的关键结构和功能特征，包括上皮架构、分化状态及免疫和基质相互作用。
3.1. 人活检组织的离体器官培养
离体肠器官培养依赖于在受控培养条件下短期维持小肠活检标本（通常取自十二指肠黏膜）。该模型由Browning和Trier首创，证明人小肠活检组织可在体外维持24–48小时，同时保留绒毛架构、上皮分化和代谢活性等关键结构和功能特性。活检样本通常置于网格或支架上，在气-液界面以RPMI基础培养基培养。
早期研究表明，将CeD患者的十二指肠活检组织暴露于麦胶蛋白可诱导快速黏膜损伤，包括24–48小时内上皮破坏和绒毛缩短。后续优化证明短期麦胶蛋白刺激可重复诱导CeD的关键组织学和免疫学标志，包括绒毛变钝和上皮内淋巴细胞增加。多中心研究证明，器官培养结合免疫组化读数（如CD3+ IEL计数）可区分CeD患者与非乳糜泻对照，包括GFD个体，提示该方法可作为体内麸质激发试验的功能性替代方案，并可用于不确定病例的诊断。该模型还可检测黏膜局部产生的自身抗体（包括抗肌内膜抗体EMA和抗TG2抗体），对血清阴性或诊断模糊病例的确认具有重要价值。
器官培养已广泛用于研究CeD发病机制的多个方面：不同麸质和麦胶蛋白组分诱导炎症和T细胞激活的能力、HLA I类限制性CD8+ T细胞诱导肠细胞凋亡的作用、麦胶蛋白肽（特别是p31–49）不依赖T细胞的直接效应（干扰内吞作用和EGF通路）、活性CeD患者活检组织中MICA表达诱导、麸质衍生肽跨肠上皮屏障的转运机制、连蛋白信号激活、IL-17A产生细胞表征、IFN-α产生树突状细胞和IL-21对Th1应答的影响。
器官培养研究在定义早期固有免疫激活方面发挥了重要作用，证明麦胶蛋白快速诱导IL-15表达，促进上皮应激应答和IELs激活。其他研究证明未治疗CeD患者黏膜中存在调节性T细胞，但其抑制活性因IL-15表达增加而受损。
在治疗评估方面，抗IL-15单克隆抗体处理CeD活检组织可减少上皮内淋巴细胞细胞毒性、上皮凋亡和应激标志物表达。连蛋白拮抗剂AT1001（醋酸拉唑肽）被证明可预防麦胶蛋白诱导的肠道通透性增加。酶解毒策略也通过该模型评估：经发芽小麦蛋白酶预处理的麦胶蛋白诱导较低的免疫激活，微生物转谷氨酰胺酶处理麦胶蛋白肽可减少黏膜免疫激活。
器官培养还用于研究来自替代谷物的蛋白（如不同单粒小麦品种、燕麦品种、藜麦）及淀粉酶-胰蛋白酶抑制剂（amylase–trypsin inhibitors, ATIs）的免疫激活效应。
器官培养的主要优势是高度生理相关性，保留绒毛架构和黏膜区室化，允许在人组织背景下评估上皮损伤、免疫激活和细胞因子驱动的应激通路。它保留供体特异性特征，可研究个体间变异，并为直接在患者来源黏膜上测试候选疗法提供了有力平台。主要局限性包括：生物样本获取受胃十二指肠镜侵入性限制；培养时间短（通常24–48小时）限制对隐窝增生和慢性纤维化等长期重塑过程的研究；组织活力和应答性因活检质量、氧合条件和个体差异而变化；跨实验室标准化具有挑战性；无法再现体内发生的系统性免疫启动、淋巴器官应答或微生物群介导效应。
3.2. 互补性小鼠离体外植体模型
小鼠肠道外植体系统作为人活检模型的替代方案被探索，提供更受控、可重复且经济的实验环境。Gagliardi等人开发的Gut-Ex-Vivo System（GEVS）利用来自麸质敏感BALB/c小鼠（无麸质条件下维持）的小肠外植体，随后以麦胶蛋白激发。外植体在专门设计的动态腔室中培养以保持组织活力和架构。该系统在16小时内再现了体内四週麦胶蛋白暴露后观察到的许多生化和形态学改变：麦胶蛋白暴露导致囊性纤维化跨膜传导调节因子（cystic fibrosis transmembrane conductance regulator, CFTR）下调和TG2上调，伴随肠道通透性增加、IL-15、IL-17和IFN-γ等促炎细胞因子产生增强，以及肠上皮和绒毛的显著形态学改变。GEV模型最近用于研究麦胶蛋白激活内质网应激信号通路，结果支持ER应激在CeD发病中的关键作用，并确定化学伴侣为潜在治疗药物。
小鼠外植体提供更高的可重复性和更易获取的实验材料，但其转化相关性受限于缺乏人HLA限制以及小鼠与人之间免疫和上皮应答的差异。
3.3. 患者来源类器官（PDOs）和二维类器官衍生单层
类器官系统由Sato等人首创，证明Lgr5+隐窝干细胞可生成具有多谱系分化能力的自我更新肠上皮。类器官是包含器官特异性细胞类型的自组织三维结构。在CeD研究中，患者来源类器官（patient-derived organoids, PDOs）通常通过机械解离和螯合（如EDTA）从十二指肠活检组织中分离隐窝，包埋于细胞外基质支架（如Matrigel）中，在生长因子补充培养基中培养。为克服封闭管腔3D类器官的局限性，通过解离类器官并在通透性支持物上接种上皮细胞生成类器官衍生2D单层，形成可接触顶端和基底外侧表面的极化单层。
3D类器官再现上皮异质性和再生能力，而2D单层特别适合屏障完整性的定量功能试验，允许TEER测量和通透性试验。
有趣的是，来自CeD患者的PDOs表现出与健康对照不同的形态学、转录组和功能特征，表明疾病相关的上皮改变可在无持续麸质暴露的情况下持续存在。这些类器官保留供体特异性特征，干细胞功能、上皮分化、细胞外基质重塑和细胞粘附相关基因表达改变，支持肠上皮固有贡献于疾病易感性的概念。CeD来源类器官表现出持续的炎症和应激相关信号及屏障功能受损，包括ZO-1及CLDN18、MUC5AC、MUC6等屏障相关基因表达降低，提示存在稳定的疾病相关上皮"记忆"。最近研究证明了自噬受损与炎症之间的双向关系：CeD类器官表现出自噬流缺陷、mTOR和NF-κB通路激活及促炎介质产生增加。磷酸酶PTPRK表达降低被确定为CeD中EGFR/ERK信号增强和肠细胞增殖的关键驱动因素。CeD肠细胞还表现出NF-κB、ERK、IL-1β和IL-6等炎症通路的持续激活，以及对麦胶蛋白肽和病毒样刺激的高反应性。
在转化应用方面，PDOs已用于研究鼠李糖乳杆菌GG来源的微生物产物和后生元对麦胶蛋白触发炎症通路的影响，以及TG2抑制剂ZED1227体内给药后对上皮细胞转录组的影响。
类器官的主要优势包括长期可扩增性、可扩展性、与转录组学、蛋白质组学和成像方法的兼容性，以及可从患者组织直接衍生并保留供体特异性遗传和功能特征。局限性包括：经典3D类器官具有封闭管腔，限制顶端表面直接接触，使腔内麦胶蛋白暴露建模复杂化；仅上皮类器官缺乏基质、免疫、血管和神经组分，降低生理复杂性。
3.4. 气-液界面（ALI）类器官
气-液界面（air–liquid interface, ALI）类器官代表一种重要的先进离体衍生培养系统，部分保留多细胞组织复杂性。与仅上皮类器官不同，ALI培养可维持上皮、基质和免疫组分，使麸质刺激下的免疫-上皮串扰研究成为可能。ALI类器官由包埋于基质中的活检组织碎片建立，顶端表面暴露于空气。在CeD背景下，Santos等人首先开发了ALI类器官，证明麦胶蛋白诱导上皮损伤和细胞死亡、CD4+和CD8+ T细胞的扩增和激活以及抗TG2自身抗体产生，再现了活性CeD的主要标志。该研究的关键机制发现是鉴定IL-7为上皮损伤的介质：麦胶蛋白刺激主要通过间充质细胞诱导IL-7产生，通过上调NKG2D和NKG2C促进CD8+ T细胞细胞毒性激活。阻断IL-7信号可减少上皮损伤，提示新的致病通路和潜在治疗靶点。IL-7阻断足以抑制麦胶蛋白诱导的绒毛萎缩，揭示了IL-7在CeD中先前未描述的突出作用。
ALI类器官代表目前用于研究CeD多细胞机制的最先进离体平台之一。主要局限性包括技术要求和相对低通量；组织活力和免疫细胞组成可能因活检质量、培养条件和连续扩增轮次而显著变化；跨实验室方案标准化至关重要。
3.5. 类器官共培养系统
作为患者来源类器官的替代方案，整合免疫组分的类器官共培养系统主要在小鼠环境中开发。Rahmani等人报道，来自麸质免疫DR3-DQ2.5-hCD4小鼠的类器官衍生单层可表达MHC II类分子，与免疫小鼠脾脏麸质特异性CD4+ T细胞共培养时，能够向CD4+ T细胞呈递同源抗原，诱导增殖及IL-2、IFN-γ和IL-15等细胞因子分泌。该研究还证明，经产弹性蛋白酶铜绿假单胞菌预消化的麸质（而非lasB突变体）增强CD4+ T细胞增殖和激活。这些系统允许细胞因子驱动的上皮-IEL相互作用的机制研究，并可高精度实验操作。然而，它们不能完全再现TG2介导脱酰胺过程或完整的人适应性免疫应答，限制直接转化适用性。
3.6. 器官芯片技术
器官芯片技术的最新进展为模拟CeD复杂肠道微环境提供了有前景的机会，但该领域应用仍处于早期阶段。Moerkens等人提出了概念性"乳糜泻芯片"模型，整合患者来源诱导多能干细胞（induced pluripotent stem cells, iPSCs）、肠上皮、免疫细胞及麸质和微生物群等环境因素，在动态流动条件下再现疾病特异性特征。拉脱维亚大学的一个研究项目旨在建立无聚二甲基硅氧烷（PDMS）的CeD芯片模型，共培养肠上皮细胞、内皮细胞和患者来源PBMCs并暴露于麸质，用于研究屏障完整性、细胞因子应答和免疫-上皮相互作用。尽管前景广阔，完全验证且疾病特异性的CeD器官芯片模型仍然稀缺。
4. 用于研究乳糜泻的体内小鼠模型
小鼠模型因其遗传可操作性、成本效益和成熟免疫学工具的可获得性而被最广泛使用。然而，在小鼠中完全再现人CeD全谱仍具挑战性。尽管多种模型成功再现了疾病发病的关键方面（包括麸质特异性CD4+ T细胞应答和炎症细胞因子产生），但自发性绒毛萎缩和人疾病特征性完整黏膜病变在免疫活性动物中罕见。因此，个体小鼠模型通常反映CeD的特定组分而非整个疾病。
4.1. HLA-DQ8转基因小鼠模型
最简单的HLA转基因模型是HLA-DQ8-Ab0小鼠，表达人HLA-DQ8异二聚体（HLA-DQA1 * 03:01, DQB1 * 03:02）且缺乏内源性小鼠MHC II类分子。麸质特异性免疫应答通常通过含佐剂的麦胶蛋白或特定麸质肽免疫诱导。致敏后，小鼠产生可测量的HLA-DQ8限制性CD4+ T细胞增殖和IFN-γ等细胞因子分泌。麦胶蛋白免疫诱导Th1型细胞因子产生和活化T细胞向小肠募集，但通常不诱导绒毛萎缩，支持适应性免疫单独不足以产生患者中观察到的完全黏膜损伤。该模型还用于免疫优势α-麦胶蛋白表位鉴定和麸质特异性T细胞激活机制研究，以及转化研究（如酶促转酰胺化减少T细胞激活和IFN-γ产生）。
HLA-DQ8转基因小鼠模型在研究微生物群对CeD发病的影响方面也发挥了重要作用：益生菌补充已被测试为麦胶蛋白驱动免疫应答的调节剂；微生物群组成可调节麸质诱导免疫病理的严重程度——定殖从CeD患者分离的肠粘附大肠杆菌菌株消除了SPF小鼠中观察到的保护作用，而抗生素诱导的变形菌门扩增加剧了麸质诱导的肠道病理。
将HLA-DQ8-Ab0转基因小鼠与携带人CD4转基因的小鼠杂交获得hCD4/DQ8模型（缺乏内源性小鼠MHC II类和CD4基因）。麸质免疫后，这些小鼠产生强抗原特异性T细胞增殖应答和抗麦胶蛋白IgG抗体，但仅再现CeD相关的特定免疫特征，不发展CeD患者的特征性肠道病变。早期研究表明HLA-DQ8促进天然和脱酰胺麸质肽（deamidated gluten peptides, DGPs）的识别，后者增强HLA-DQ8限制性CD4+ T细胞增殖应答。
将HLA-DQ8-Ab0转基因小鼠与自身免疫倾向的非肥胖糖尿病（non-obese diabetic, NOD）遗传背景结合（NOD-DQ8-Ab0模型）提供对免疫失调更高的易感性。麦胶蛋白致敏后，这些小鼠发展为以IELs增加和屏障功能改变为特征的中度肠病，类似早期Marsh I–II病变而非完全绒毛萎缩。疾病严重程度可通过调节性T细胞耗竭等实验操作增强。该模型还用于模拟疱疹样皮炎样病变等肠外表现，并作为测试抗原特异性耐受策略的平台——口服递送脱酰胺DQ8限制性麦胶蛋白表位的工程化乳酸乳球菌可诱导抗原特异性耐受、抑制DQ8限制性T细胞应答并增加Foxp3+调节性T细胞。
hCD4/NOD-DQ8小鼠模型最近用于评估免疫调节纳米颗粒（TIMP-GLIA）的临床前研究，证明静脉给药可减少麦胶蛋白特异性T细胞增殖、炎症细胞因子分泌和循环麦胶蛋白特异性IgG水平，同时增加FOXP3表达和与耐受诱导相关的基因特征。
HLA-DQ8.Ab0和hCD4/DQ8转基因小鼠提供了在人相关HLA背景下研究体内麸质特异性CD4+ T细胞免疫的系统。主要局限性包括常需佐剂介导免疫（可能不反映自然饮食致敏）以及不能发展完全肠道病变。NOD-DQ8-Ab0系统对麸质驱动屏障功能障碍和免疫激活表现出更高易感性，但病理仍然中度；自身免疫倾向可能引入与CeD特异性机制无关的混杂炎症信号。值得注意的是，仅少数CeD患者为DQ8阳性，而超过95%携带DQ2分子。
4.2. HLA-DQ2.5转基因小鼠模型
为更好地反映多数CeD患者的遗传特征，生成了HLA-DQ2.5转基因小鼠模型。de Kauwe等人生成了缺乏小鼠MHC II类分子并表达人CD4和HLA-DR3-DQ2单倍型的HLA-DQ2/CD4转基因小鼠（hCD4/DR3-DQ2）。该模型在免疫优势麦胶蛋白表位免疫后发展HLA-DQ2限制性麦胶蛋白特异性CD4+ T细胞应答，但单独的膳食麸质暴露或预先存在的麸质特异性免疫均不足以诱导肠道病理。仅麸质暴露与肠道炎症的组合导致低外显率肠病和组织转谷氨酰胺酶特异性IgA产生。该模型最近用于通过类器官衍生单层与免疫小鼠CD4+ T细胞共培养研究IEC-麸质-T细胞相互作用。
Du Pré等人开发的第二种模型将人HLA-DR3-DQ2单倍型表达与识别α-麦胶蛋白HLA-DQ2限制性麸质表位的转基因麦胶蛋白特异性T细胞受体（DR3-DQ2/gliaTCR）结合。研究发现，在稳态条件下，脱酰胺麦胶蛋白诱导耐受性1型调节性T细胞应答而非致病性免疫，耐受通过脾脏中IL-10依赖性机制维持。最近还生成并表征了识别ω-麦胶蛋白衍生免疫优势肽（DQ2.5-glia-ω2麸质表位）的TCR转基因小鼠。
在转化层面，HLA-DQ2.5转基因小鼠（缺乏内源性小鼠MHC II类分子，HLA-DQ2.Ab0）已用于评估靶向致病性HLA-DQ2.5-麸质肽复合物的高选择性免疫治疗方法。Igawa等人证明单克隆抗体DONQ52选择性抑制麸质特异性T细胞激活，同时保留对无关抗原的免疫应答。
总体而言，这些模型对T细胞启动、细胞因子谱和体内运输的机制研究特别有用，但仅再现CeD的选择性免疫特征，不能完全再现绒毛萎缩、上皮内淋巴细胞增多或完整肠道病理谱。单一优势TCR的使用限制了患者中存在的多克隆T细胞库的代表性。
4.3. IL-15驱动小鼠模型
IL-15是CeD发病中的核心细胞因子，促进IELs激活并授权细胞毒性上皮损伤。T3(b)-hIL-15转基因小鼠在肠细胞中过表达人IL-15，再现CeD的多个关键特征，包括小肠CD8+ T细胞数量增加、抗TG2自身抗体发展和固有层显著浆细胞增多。该模型已用于评估消除IL-15信号的pan-JAK抑制剂治疗效果。当这些小鼠与携带卵清蛋白特异性CD4+ T细胞的小鼠杂交时，IL-15表达与CD4+ T细胞的组合足以在喂食相关食物抗原的小鼠中激活CD8+ T细胞并损伤小肠。
IL-15过表达小鼠与DQ8转基因小鼠杂交生成的IL-15/DQ8转基因小鼠在麦胶蛋白喂养后CD3+ T细胞和IELs数量增加。Abadie等人开发的DQ8-Dd-villin-IL-15转基因小鼠模型整合三个关键疾病组分：HLA-DQ8表达、麸质暴露和由绒毛蛋白启动子驱动的上皮和造血区室IL-15过表达。膳食麸质暴露后，这些小鼠发展麸质依赖性绒毛萎缩和炎症性免疫激活，无需外源佐剂。仅当IL-15在上皮和造血细胞中均表达时才发展CeD的关键组织病理学特征，突出IL-15信号的区室特异性贡献。该系统已实现麸质特异性CD4+ T细胞与细胞毒性IEL应答相互作用的机制解析，并支持TG2激活和体内麸质脱酰胺研究。
DQ8-Dd-villin-IL-15是目前可用于研究CeD关键特征的最具病理生理相关性小鼠系统之一。主要局限性包括所需遗传工程的复杂性和使用的高技术要求；IL-15过表达是可能超过患者中观察到的生理水平的人工驱动因素；不能完全再现人遗传背景、微生物群影响和环境修饰因子的多样性。
4.4. 非转基因小鼠模型
多项研究采用非转基因小鼠品系研究麸质诱导的肠道病理和免疫调节策略。在这些模型中，肠病可通过麸质致敏、麸质反应性淋巴细胞过继转移或免疫原性麦胶蛋白肽给药实验性诱导。Freitag等人证明将麦胶蛋白致敏的CD4+CD45RBlowCD25? T细胞过继转移至淋巴减少小鼠诱导麸质依赖性小肠损伤。Araya等人证明C57BL/6小鼠腔内给予免疫原性麦胶蛋白肽p31–43通过MyD88和I型干扰素依赖性通路触发肠道炎症和上皮细胞死亡。另一模型中，BALB/c小鼠长期口服和腹腔注射麦胶蛋白诱导麸质相关炎症伴IL-15介导免疫激活。这些模型特别适合研究麸质蛋白的毒性效应、固有免疫应答诱导和口服耐受破坏机制，但仅再现CeD发病的某些方面，不太适合研究该疾病特征的HLA限制性适应性免疫应答。
5. 实验模型对乳糜泻治疗开发的贡献
支持已进入临床试验阶段的主要治疗策略的临床前证据各不相同。并非所有化合物都使用疾病特异性乳糜泻模型开发；临床前测试包含乳糜泻相关细胞系统、器官培养或动物模型的程度在不同治疗类别间差异显著。
对于旨在通过增强胃消化解毒麸质的疗法（latiglutenase/ALV003、AN-PEP、TAK-062、STAN1），麸质反应性T细胞系和T细胞克隆被广泛使用。Latiglutenase基础酶组合的早期研究表明EP-B2和SC PEP在模拟胃条件下协同减少麸质免疫毒性，但消化全麦面包在高蛋白剂量下仍可引发T细胞应答，表明解毒不完全。临床结果不一致：部分试验报告麸质诱导黏膜损伤或症状严重程度降低，其他试验未发现显著优于安慰剂的获益。2025年荟萃分析同样发现组织学结局无显著总体改善。Stepniak等人证明AN-PEP在体外降解所有测试的T细胞刺激肽及完整麸质分子，但患者探索性随机对照试验未发现粪便麸质免疫原性肽浓度显著降低或CeD特异性血清学变化。
靶向肠道屏障功能障碍的药物（主要为醋酸拉唑肽AT-1001）在更广泛的疾病相关系统中评估，包括肠上皮细胞系、人肠器官培养和hCD4/DQ8转基因小鼠。Drago等人证明连蛋白拮抗剂可预防上皮细胞和人肠道活检中麦胶蛋白诱导的紧密连接破坏和细胞旁通透性增加。后续研究表明拉唑肽保持屏障完整性并减少免疫原性麦胶蛋白肽跨细胞单层通过；小鼠中拉唑肽治疗保持紧密连接结构并减少肠道巨噬细胞积聚。醋酸拉唑肽随后在四项2期临床试验中评估。随机对照试验荟萃分析报告麸质激发期间胃肠症状频率和严重程度降低，但未发现肠道通透性显著改善。
其他非免疫调节策略的临床前方法更为异质。麸质隔离化合物BL-7010在上皮细胞系和两种麸质敏感小鼠模型（hCD4/DQ8和NOD-DQ8-Ab0）中研究。AGY-010主要在常规小鼠喂养研究中评估。TG2抑制剂ZED1227使用Caco-2细胞和患者来源肠道类器官研究。
抗炎策略根据分子靶点使用不同实验系统。T细胞受体阻断抗体DONQ52在HLA-DQ2.5转基因小鼠中评估。靶向IL-15的药物（CALY-002、PRV-015）由IL-15转基因小鼠研究支持；PRV-015还在难治性乳糜泻患者来源器官培养和恒河猴中检测。Malamut等人使用人组织培养和IL-15转基因小鼠鉴定了IL-15促进上皮内淋巴细胞存活的机制（涉及IL-15–IL-15Rβ–JAK3–STAT5通路），并证明中和IL-15可中断人组织中的这一过程。然而，AMG 714在难治性CeD患者中的试验未在主要组织学结局中显示令人信服的改善。
其他正在探索的化合物源自炎症性肠病、自身免疫性疾病或免疫细胞信号模型而非专门CeD模型，包括PTG-100、ritlecitinib、tofacitinib、IMU-856、vedolizumab、vercirnon和amlitelimab。其中，tofacitinib提供了跨实验和临床环境一致证据的示例，特别是在II型难治性乳糜泻（RCDII）中。体外研究表明tofacitinib通过抑制JAK–STAT信号保护肠上皮细胞免受细胞因子诱导的屏障功能障碍，保持紧密连接组织、减少通透性并在炎症损伤后恢复屏障功能。在IL-15转基因小鼠中，治疗减少肠道炎症和十二指肠病理，伴随致病性CD8+ T淋巴细胞显著减少。RCDII患者的临床发现与多项临床前观察一致：tofacitinib与胃肠症状快速改善和体重增加相关，组织学分析显示多数患者绒毛架构恢复，但异常IELs比例基本不变。与小鼠中观察到的CD8+/异常IEL群体减少不同，人研究结果提示tofacitinib可能主要抑制异常淋巴细胞的致病活性而非消除该群体本身。
抗原特异性耐受策略显示不同程度的CeD特异性临床前验证。NexVax2在无报道体外或体内模型研究的情况下进入人临床试验。TPM502主要由非CeD自身免疫模型（1型糖尿病和实验性自身免疫脑脊髓炎）中开发的耐受诱导平台支持。相比之下，TIMP-glia/TAK-101在多种小鼠模型中评估，包括HLA-DQ8和人CD4转基因NOD小鼠。Freitag等人报道静脉给予麦胶蛋白负载纳米颗粒在小鼠模型中诱导抗原特异性免疫耐受：治疗减少麦胶蛋白特异性T细胞增殖、炎症细胞因子产生、抗体应答和肠道损伤，并增加FOXP3表达等免疫耐受相关标志物。随后在33例患者的随机双盲安慰剂对照2a期试验中，Kelly等人发现静脉TAK-101减少口服麸质激发后循环麦胶蛋白特异性IFN-γ产生T细胞。治疗似乎还限制了绒毛-隐窝比率的恶化，但该差异无统计学显著性。治疗总体耐受良好，无严重不良事件，但临床症状或IEL百分比无显著改善。TAK-101试验因此部分确认了临床前发现，特别是麸质特异性炎症T细胞应答的减少，但小鼠中观察到的调节性T细胞机制未在人中确证，对肠道组织学和症状的影响仍未确认。
总体而言，临床前研究与临床试验的比较证据告诫不应仅凭体外通路抑制或实验模型预测治疗成功。许多模型仅捕获CeD的选定方面，未充分反映其生物学
