m6A修饰：植物生殖发育中关键的RNA表观转录调控枢纽

《Plants》：m6A Modification: A Key Epitranscriptional Regulatory Hub in Plant Reproductive Development

　　

N6-甲基腺嘌呤（m6A）修饰是真核生物中具有动态性和可逆性的标志性表观转录组修饰。m6A的写入、擦除和识别分别由甲基转移酶（writers）、去甲基化酶（erasers）和结合蛋白（readers）协同调控。本文阐述了m6A在植物多个生殖与发育过程中的生物学功能和分子机制，包括配子发生、胚胎发生、开花和结实。大量研究已证实，m6A核心调控因子的功能缺陷会导致植物关键生殖发育阶段的严重发育异常。在此基础上，本文进一步探讨了以m6A调控网络为核心的作物改良策略的应用前景。通过剖析m6A修饰在植物生殖与发育中不可或缺的作用，本研究不仅为阐明表观转录调控在生殖细胞命运决定和发育时序控制中的核心功能构建了理论框架，也为作物的遗传改良提供了策略参考。

**1. 引言**

生物依赖生殖确保遗传与表观遗传信息向下一代传递并维持物种延续。生殖发育的有序进行依赖于复杂而精确的调控网络，其中DNA甲基化、组蛋白修饰和RNA修饰等表观遗传决定因素在基因表达动态中发挥关键调控作用。作为真核生物mRNA上最丰富的内部化学修饰，m6A在核心生殖发育过程中众多基因的时空调控中发挥重要作用。m6A修饰已被证明广泛分布于水稻、玉米和拟南芥等植物以及哺乳动物的转录本中。m6A位点主要富集于mRNA的终止密码子附近、部分非翻译区和长外显子区域，其核心保守序列为RRACH（R = A/G，H = A/C/U）。m6A修饰是一种动态且可逆的化学修饰，该动态过程涉及甲基转移酶（writers）介导的甲基化、去甲基化酶（erasers）催化的去甲基化以及m6A结合蛋白（readers）对m6A位点的识别与结合。甲基转移酶复合体为多亚基结构，确保甲基化的特异性和效率；m6A去甲基化酶的主动去甲基化可逆转m6A甲基化，从而逆转和控制甲基化依赖的过程；通过招募不同的阅读蛋白，可对含m6A的mRNA导向不同的调控或功能机制，从而影响靶mRNA的剪接、稳定性和翻译。在生殖发育过程中，m6A参与配子发生、受精和胚胎发生等关键事件的调控。值得注意的是，植物与动物在生殖策略、发育过程和环境响应方面存在显著差异。作为固着生物，植物经历独特的生殖过程，包括花粉发育和双受精，并依赖光合作用为生殖发育提供能量。尽管植物m6A修饰在生殖发育中的研究起步晚于动物，但m6A修饰调控植物生殖过程的关键作用已日益受到关注。基于此，本文系统总结了m6A修饰在植物生殖发育中的研究进展，聚焦于三个方面：植物m6A调控机器的组成与功能特征；其在关键生殖事件（胚胎发生、开花转变、配子发生和果实成熟）中的调控作用与分子机制；以及基于m6A的调控在作物改良中的应用前景。

**2. 植物中m6A的核心调控机制**

在植物中，m6A甲基化是由writers、erasers和readers共同调控的动态可逆mRNA修饰，三者的协同作用决定了m6A标记的沉积、去除和功能解码（图1）。图中展示了植物mRNA中m6A甲基化的调控组分及其功能：在细胞核内，m6A writer复合体（MTA-MTB、FIP37、VIRILIZER、HAKAI、HIZ2和NERD）在前体mRNA上沉积m6A，而FIONA1独立修饰U6 snRNA；Fe(II)/α-KG依赖的去甲基化酶ALKBH10B（核内）和ALKBH9B（胞质）去除这些标记；核内阅读蛋白CPSF30-L和ECT12识别m6A以调控可变多聚腺苷化（APA）并抑制逆转座子，而KH结构域蛋白FLK介导剪接调控和mRNA降解；在细胞质中，YTHDF家族（ECT1–ECT4）识别m6A修饰的mRNA以促进核糖体翻译或促进P-body内的去腺苷化和降解。

**2.1 m6A Writer**

植物中mRNA上的m6A沉积由保守的writer复合体介导，其组成和分工正逐步被解析。在拟南芥中，核心亚基包括MTA和MTB，分别与哺乳动物METTL3和METTL14同源；MTA含有典型的SAM结合甲基转移酶结构域并形成催化中心。FIP37与哺乳动物WTAP同源，维持MTA和MTB的蛋白水平。VIRILIZER与哺乳动物VIRMA同源，稳定m6A甲基转移酶复合体内MTA、MTB、FIP37和HAKAI的积累。HAKAI在植物和哺乳动物中均通过维持各组分稳定性参与复合体的完整组装。HIZ2是另一个影响m6A丰度的重要植物因子，其与MTA的互作可独立于HAKAI发生。这一辅助层与哺乳动物RBM15/RBM15B和ZC3H13 broadly相似，但植物辅助网络似乎发生了分化。NERD是近期报道的植物特异性蛋白，也是m6A甲基转移酶复合体的必需组分，其与MTA和MTB互作并维持其稳定性。编码MTA、FIP37、VIR、HIZ2或NERD的基因破坏会导致m6A修饰全局性显著降低（相对于野生型水平约80–90%）。这些保守和植物特异性模块共同促进靶mRNA上稳定而精确的m6A沉积。除介导体内大部分m6A沉积的主要复合体外，FIONA1负责植物中低水平的m6A调控。FIONA1与人METTL16同源，以单体形式贡献拟南芥中约10–15%的m6A甲基化。然而，目前关于FIONA1靶标范围的研究仍不一致。Wang等基于体外酶活实验和遗传分析提出U6 snRNA是FIONA1的主要底物，而Xu等通过MeRIP-seq鉴定出2000多个mRNA靶标，主要位于CDS区域。后续研究证实FIONA1对U6 snRNA甲基化不可或缺，其缺失会改变全局剪接模式，暗示Xu等鉴定的数千个靶标可能涉及许多间接效应。值得注意的是，尽管哺乳动物METTL16也修饰U6 snRNA并识别MAT2A（SAM合成酶基因）3′ UTR内的hp1发夹以调控MAT2A转录加工和SAM稳态，但FIONA1不能甲基化SAM合成酶基因的mRNA，表明SAM稳态的调控机制在植物中可能发生了功能分化。

**2.2 m6A Eraser**

植物中m6A去甲基化由AlkB家族同源蛋白介导，它们与人ALKBH5同源。拟南芥中的推定同源基因包括ALKBH9A、ALKBH9B、ALKBH9C、ALKBH10A和ALKBH10B。其中，ALKBH10B在体内和体外均表现出对RNA上m6A修饰的高效氧化逆转，这一特性与拟南芥开花时间调控相关。与人ALKBH5类似，ALKBH10B作为Fe(II)/α-KG依赖的双加氧酶发挥作用，确立了m6A作为可逆标记的性质。ALKBH9B在体外也具有m6A去甲基化酶活性，可对单链RNA上的m6A位点去甲基化。与人ALKBH5主要定位于细胞核并作用于核内mRNA不同，ALKBH9B定位于细胞质，参与介导病毒感染和转座效率。类似地，其他植物物种中也鉴定出具有RNA m6A去甲基化活性的ALKB家族同源蛋白，包括水稻中的OsALKBH5和OsALKBH9、棉花中的GhALKBH5、草莓中的FvALKBH10B、番茄中的SlALKBH2和猕猴桃中的AcALKBH10。在哺乳动物中，除ALKBH5外，FTO是首个被鉴定的m6A去甲基化酶，也属于AlkB家族并优先靶向m6A。然而，植物中尚未鉴定出明确的FTO同源蛋白，表明植物m6A去甲基化主要依赖ALKBH5同源蛋白。

**2.3 m6A Reader**

在真核生物中，甲基转移酶（writers）和去甲基化酶（erasers）共同决定m6A修饰的动态可逆性，而阅读蛋白作为下游效应器特异性识别甲基化位点并将化学信号转化为功能输出，从而调控m6A修饰RNA的多种代谢过程，包括剪接、转运、稳定性、降解、储存和翻译。植物中m6A阅读蛋白也分为YTH和非YTH家族，但与哺乳动物拥有多种结构各异的阅读蛋白不同，植物阅读蛋白高度集中于YTH家族。植物YTH结构域蛋白根据序列相似性分为YTHDF和YTHDC两个亚家族。拟南芥中已鉴定出13个含YTH结构域的蛋白，其中11个属于YTHDF亚家族，为进化上保守的ECT结构域家族成员，命名为ECT1至ECT11，主要定位于细胞质；其余两个为核定位蛋白CPSF30和ECT12，与YTHDC亚家族蛋白同源。这种胞质/核的划分类似于哺乳动物YTH家族。迄今，植物YTH结构域家族蛋白中已有6个被证明具有m6A识别活性，包括ECT1、ECT2、ECT3、ECT4、CPSF30的长异构体（CPSF30-L）和ECT12。ECT2在体内和体外均表现出对mRNA的m6A识别和结合活性。后续遗传学研究表明ECT2、ECT3和ECT4功能冗余，进一步实验证实了其作为m6A阅读蛋白的特性。ECT1是新鉴定的m6A阅读蛋白，在拟南芥中其靶向mRNA的96.66%为m6A修饰，ECT1发挥促进m6A修饰mRNA降解的功能。CPSF30-L和ECT12在植物细胞中作为核内m6A阅读蛋白发挥作用。CPSF30存在两种异构体，较长的异构体CPSF30-L含有YTH结构域，是人YTHDC1的同源蛋白；CPSF30-L的YTH结构域可在体外结合m6A，并调控靶mRNA 3′ UTR中多聚腺苷化位点的选择，从而影响mRNA稳定性和翻译效率。ECT12直接结合并调控一组m6A修饰的胁迫响应基因mRNA的稳定性；此外，ECT12可直接与CPSF30-L互作形成复合体，共同结合m6A修饰的逆转座子RNA，从而抑制逆转座子的转录和表达。水稻中也鉴定出12个含YTH结构域的蛋白，其中OsYTH03、OsYTH05和OsYTH10已被证实具有m6A识别功能。番茄、草莓和苹果等其他植物物种中也鉴定出含YTH结构域的蛋白。植物m6A阅读蛋白并不限于YTH家族。拟南芥中的FLK是一个核定位的KH结构域蛋白，与哺乳动物IGF2BP家族同源。哺乳动物IGF2BP家族成员通过其KH结构域识别m6A，类似地，FLK通过其第三个KH结构域识别mRNA 3′ UTR中的m6A修饰，同时促进靶mRNA降解并抑制其前体剪接。除YTH家族外，哺乳动物中已鉴定出多个非YTH阅读蛋白，包括HNRNP家族成员（HNRNPA2B1通过RRM结构域直接结合m6A参与剪接调控；HNRNPC通过“m6A开关”间接识别m6A；HNRNPR分布于核质并协同IGF2BP1调控mRNA稳定性和剪接）、PRRC2A和eIF3。相比之下，植物中非YTH阅读蛋白的研究仍较少，FLK是少数明确报道的例子之一。总之，植物m6A调控机器包括保守的writer核心、主要基于ALKBH家族同源蛋白的eraser系统以及主要以YTH家族蛋白为中心但也包括FLK等非YTH因子的reader网络。与哺乳动物相比，writer和eraser层面表现出相当大的保守性，而reader层面和辅助组分则显示出显著的植物特异性特征，包括NERD、HIZ2以及FIONA1与METTL16的功能分化。

**2.4 植物m6A检测技术**

在转录组水平检测和定量m6A修饰的能力是理解其生物学功能的基础。近年来，高通量m6A测序技术的持续升级使研究人员能够以日益精细的分辨率捕捉植物发育过程中m6A修饰的动态变化。根据检测原理和应用场景的差异，植物m6A测序技术大致可分为三类。第一类是以MeRIP-seq/m6A-seq为代表的抗体依赖型转录组检测技术，利用m6A特异性抗体富集修饰RNA片段，适用于全转录组m6A全基因组分布图谱的绘制，是当前植物m6A研究中最常用的方法。MeRIP-seq于2012年首次建立，使m6A修饰的大规模图谱绘制成为可能。2014年，研究人员利用m6A-seq成功绘制了拟南芥和水稻的转录组范围m6A修饰图谱，揭示植物mRNA平均每个转录本含2至3个m6A修饰位点，主要富集于CDS区域、3′ UTR和起始密码子附近。其衍生技术miCLIP-seq通过紫外交联可将分辨率提高至接近单碱基水平。此类技术解决了哪些基因转录本携带m6A修饰的基本问题，但受抗体特异性和测序深度限制，其分辨率一般限于100至200个核苷酸的峰区域，难以高精度定位单个修饰位点。第二类是以m6A-SAC-seq为代表的抗体非依赖型单碱基分辨率定量技术，通过化学标记或酶反应在单碱基分辨率鉴定和定量m6A位点。2024年，研究人员利用m6A-SAC-seq技术构建了水稻和拟南芥不同组织的单碱基分辨率转录组范围m6A图谱，在水稻中鉴定出205,691个m6A位点，在拟南芥中鉴定出188,282个m6A位点。此类技术的突破推动相关研究从修饰是否存在定性水平推进到哪些特定位点被修饰及修饰丰度的精确定量水平。然而，这些技术在植物中的应用仍相当有限，远未达到MeRIP-seq的广泛采用程度。相关技术还包括DART-seq，该方法通过将m6A结合蛋白与脱氨酶融合，在修饰位点相邻处诱导C-to-U编辑以标记m6A。第三类是以DRS为代表的直接单分子RNA测序技术。该技术无需逆转录和扩增即可直接测序天然RNA分子，通过分析电信号变化识别m6A修饰，同时获得poly(A)尾长度和转录本异构体信息。目前，Nanopore DRS已在拟南芥和小麦等植物中应用，揭示了拟南芥长非编码RNA上的N6-甲基腺嘌呤和多聚腺苷化景观。然而，由于成本高、通量低、数据分析复杂和准确性不足等现有挑战，其在植物中的应用仍处于初期阶段。上述三类技术的迭代进步逐步深化了研究人员对植物m6A修饰的认识，从转录组范围分布图谱到单碱基分辨率修饰位点。

**3. m6A在植物生殖发育中的作用与机制**

m6A修饰在植物生殖发育过程中表现出显著的动态变化，其修饰丰度、转录组范围分布模式和组织特异性位点在不同发育阶段和生殖阶段均发生明显波动。以拟南芥为例，MeRIP-seq数据显示生殖组织中整体m6A修饰水平一般高于营养组织，组织特异性m6A位点显著富集于与胚胎发生和花器官发育相关的调控通路。此外，m6A-SAC-seq的单碱基分辨率数据揭示水稻生殖组织的组织特异性m6A位点主要集中于3′ UTR，其靶基因参与生殖器官形成、胚胎发生和光合作用等核心生物学过程。类似地，在小鼠和斑马鱼等动物中，m6A调控因子缺陷导致卵泡发育停滞、减数分裂失败和早期胚胎致死等异常。这些证据表明m6A修饰作为核心表观转录开关介导生殖发育中的时序事件（图2）。图2展示了m6A在植物生殖发育中的作用和分子机制：(a) 开花转变：NERD-SDG8在FLC处介导染色质互作促进开花，ALKBH10B擦除FT mRNA上的m6A以增强其稳定性促进开花，m6A阅读蛋白CPSF30-L调控SOC1转录本的APA，其缺失延长3′ UTR导致晚花，OsYTH07-EHD6将m6A-OsCOL4隔离至LLPS凝聚体中抑制翻译促进开花；(b) 配子发生：OsZAF-OsFIP37复合体通过OsYUCCA3-OsARF12环路调节生长素峰值以确保正常减数分裂，OsALKBH9擦除TDR/GAMYB mRNA上的m6A促进绒毡层PCD和花粉成熟；(c) 胚胎发生：MTA/FIP37 writer复合体在WUS/STM mRNA上沉积m6A调控茎端分生组织维持，ZmMTA与ZmDDM1互作介导胚胎发生中的染色质重塑；(d) 果实成熟：在番茄中，H₂O₂诱导的SlALKBH2同源二聚体稳定SlDML2导致基因激活促进果实成熟；在草莓中，MTA/MTB介导的m6A修饰调控ABA通路基因的RNA稳定性，FvALKBH10B擦除FvSEP3 mRNA上的m6A以激活翻译促进成熟基因表达。

**3.1 开花转变**

对于开花植物，成功的性生殖及随后的种子或果实发育依赖于适当的开花时间。开花转变是植物从营养生长转向生殖生长的关键事件，核心m6A调控组分通过多种机制参与开花转变的调控。在m6A writer方面，拟南芥中m6A甲基转移酶FIONA1主要修饰编码序列（CDS）区域，介导关键促花基因SOC1及其上游调控因子如SVP的m6A修饰，影响其稳定性并防止过早开花。NERD被鉴定为m6A writer复合体的新组分，特异性介导开花抑制因子FLC新生转录本第四内含子附近的m6A修饰；此外，通过其与H3K36me3甲基转移酶SDG8的互作，NERD负调控FLC位点的H3K36me3沉积和转录，从而促进开花，进一步揭示了表观转录调控与表观遗传调控之间的互作。在m6A eraser方面，拟南芥去甲基化酶ALKBH10B通过去除FT、SPL3和SPL9 mRNA上的m6A修饰增强其稳定性从而促进开花。在热胁迫下，ALKBH10B功能缺失抑制热激活基因表达并降低生殖耐热性。在棉花中，去甲基化酶GhALKBH5参与调控光周期开花基因GhADO3和GhAGL24的表达，揭示了m6A去甲基化在棉花光周期敏感性驯化中的作用。在m6A reader方面，水稻阅读蛋白OsYTH10结合OsDTH7和OsGI mRNA的3′ UTR增强其稳定性，从而抑制下游Ehd1和花器官基因表达并延迟开花。相反，拟南芥中的新型阅读蛋白FLK通过调控开花抑制因子FLC的mRNA稳定性和可变剪接促进开花。此外，研究揭示了m6A修饰通过相分离调控开花的新机制：OsYTH07与RNA结合蛋白EHD6互作形成复合体，高效识别m6A修饰的OsCOL4 mRNA并通过液-液相分离将其隔离在核糖核蛋白颗粒中，从而抑制其翻译并促进开花。在拟南芥中，CPSF30-L主要结合靶mRNA的3′ UTR，识别m6A修饰的FUE和NUE信号，形成动态液滴促进多聚腺苷化复合体的组装，从而调控可变多聚腺苷化（APA）位点的选择。在cpsf30-l突变体中，全局APA模式改变导致众多基因3′ UTR延长；值得注意的是，促花因子SOC1的3′ UTR显著延长，加速其mRNA降解并导致转录本丰度降低，最终导致晚花表型。然而，CPSF30-L介导的全局APA变化如何确保对SOC1等特定基因的选择性调控仍有待深入研究。

**3.2 配子发生**

开花转变之后，配子发生作为植物有性生殖的中枢枢纽，直接决定植物育性、受精成功率和子代生殖能力。雄性配子发生涉及减数分裂、绒毡层程序性细胞死亡（PCD）和花粉壁形成等多个关键事件，其中m6A修饰发挥多层次调控功能。在m6A writer方面，水稻减数分裂期间甲基转移酶OsFIP37在花药中高表达，其功能缺失导致减数分裂异常和花粉败育。OsFIP37与RNA结合蛋白OsFAP1互作，特异性结合生长素生物合成关键基因OsYUCCA3的mRNA，并催化其3′ UTR的m6A修饰，从而稳定OsYUCCA3 mRNA并促进局部生长素峰的形成，这对正常减数分裂进程至关重要。近期研究进一步阐明了调控网络：C2H2型锌指蛋白OsZAF特异性激活OsFIP37的转录，而生长素信号通过转录因子OsARF12上调OsZAF表达，从而形成正反馈环路[OsZAF–OsFIP37–OsYUCCA3–OsARF12]维持减数分裂期花药中生长素峰的稳定性。此外，含MTL结构域的蛋白OsEDM2L与转录因子bHLH142和TDR互作，通过直接参与EAT1转录本的m6A修饰影响其可变剪接和可变多聚腺苷化，确保功能性EAT1蛋白的产生，进而激活下游绒毡层PCD相关基因OsAP25和OsAP37。OsEDM2L突变导致绒毡层降解延迟和小孢子败育。然而，目前缺乏直接的体外生化证据证明OsEDM2L本身具有独立的甲基转移酶催化活性。在m6A eraser方面，花粉壁形成和绒毡层降解过程中，m6A去甲基化酶OsALKBH9作为减速器发挥作用。它直接结合TDR和GAMYB的mRNA并去除其m6A修饰，从而降低其稳定性。在Osalkbh9-1突变体中，TDR和GAMYB mRNA高度甲基化因而更加稳定，导致参与花粉壁合成和转运的下游基因过表达，造成花粉壁异常增厚、绒毡层PCD延迟并最终导致雄性不育。另一个去甲基化酶OsALKBH5定位于核质，通过去除OsCOM1、OsZIP4和HEIP1等多个关键减数分裂基因mRNA的m6A修饰稳定其水平，从而确保减数分裂过程中双链断裂（DSBs）的正确形成和修复。

**3.3 胚胎发生**

受精后，胚胎发生启动植物生命周期中的下一代，m6A甲基转移酶对该发育阶段至关重要。在拟南芥中，m6A甲基转移酶复合体核心组分MTA功能缺失导致胚胎发育停滞于球形期、无法进入心形期以及胚乳发育异常。类似地，MTB、FIP37或VIR敲除导致胚胎致死，HIZ2缺失也导致严重发育缺陷，表明核心m6A writer复合体对胚胎发生不可或缺。在玉米中，ZmMTA同样至关重要，其突变导致胚和胚乳发育严重缺陷。值得注意的是，ZmMTA不仅负责m6A沉积，还与染色质重塑因子ZmDDM1互作，揭示了m6A修饰与DNA甲基化之间的直接互作，这种互作可能在胚胎发生过程中协同调控基因表达。胚胎发生过程中，m6A修饰主要富集于3′ UTR和终止密码子附近。关键胚胎发育基因WUS和STM的mRNA受m6A修饰调控，影响其稳定性和翻译效率。例如，当FIP37或MTA功能受损时，WUS和STM的mRNA稳定性增加，导致表达域扩展和茎端分生组织过度增殖。然而，需要注意的是FIP37和MTA是全局m6A甲基转移酶复合体的核心组分，其功能缺失影响数千个转录本的m6A修饰状态，而非仅限于WUS和STM。遗传抑制实验表明，WUS或STM的单突变仅部分抑制fip37突变体的SAM过度增殖表型，暗示其他m6A靶基因的协同贡献不可忽视。因此，将SAM过度增殖主要归因于WUS和STM的失调可能过度简化了m6A调控网络的复杂性。

**3.4 果实成熟**

果实发育和成熟构成亲本植物生殖周期的最后阶段，促进种子保护、成熟和传播，从而影响物种生殖成功和种群扩散。m6A修饰在多种果实成熟过程中发挥重要调控作用，尽管其潜在机制表现出物种特异性。在m6A writer方面，草莓中m6A修饰在成熟起始时发生剧烈变化，大量新m6A峰出现在CDS区域。这种CDS高甲基化与mRNA丰度正相关。甲基转移酶MTA和MTB通过m6A修饰差异性调控ABA信号通路关键基因NCED5、ABAR和AREB1的稳定性或翻译效率，从而介导ABA信号影响果实成熟。然而，负责识别草莓CDS区域m6A位点的阅读蛋白尚未鉴定，这是该领域的一个显著空白。在m6A eraser方面，番茄中m6A修饰水平在成熟过程中全局降低，主要富集于终止密码子和3′ UTR附近。m6A去甲基化酶SlALKBH2的表达受DNA甲基化调控。SlALKBH2稳定DNA去甲基化酶基因SlDML2的mRNA，从而促进果实DNA去甲基化并激活一系列成熟相关基因。近期研究揭示SlALKBH2蛋白可被H₂O₂氧化，通过分子间二硫键形成同源二聚体，增强其结构稳定性从而正向调控果实成熟；相反，NTRC催化SlALKBH2的还原，延迟成熟。这些发现揭示了活性氧（ROS）信号与表观遗传调控之间的内在联系。在风味形成方面，m6A阅读蛋白SlYTH1和SlYTH2发挥拮抗作用：SlYTH1结合并稳定风味化合物IBT合成酶基因的mRNA，增强其翻译效率促进香气合成；相反，SlYTH2通过液-液相分离形成凝聚体，结合香气合成基因的mRNA并抑制其翻译。在猕猴桃中，m6A去甲基化酶AcALKBH10在成熟过程中表达增加，通过去除乙烯受体和糖转运蛋白等成熟相关基因mRNA的m6A修饰促进成熟，其功能已通过番茄异源表达验证，表明该机制具有保守性。在草莓中，m6A去甲基化酶FvALKBH10B受ABA信号通路转录因子FvABF3直接激活，FvALKBH10B通过去除FvSEP3转录本的m6A修饰增强其mRNA稳定性，从而启动成熟相关基因表达。总体而言，m6A修饰在植物生殖生命周期中发挥动态和阶段特异性的调控作用，涵盖胚胎发生、开花转变、配子发生和果实成熟。其中，胚胎发生主要依赖m6A writer复合体，而开花转变、配子发生和果实成熟涉及writers、erasers和readers的协同调控。通过调节关键发育转录本的稳定性、剪接、翻译和多聚腺苷化，m6A确保正常的生殖发育和育性。

**4. m6A修饰在作物改良中的应用**

基于上述机制研究进展所强调的m6A修饰在植物生殖发育中不可或缺的精细调控功能，探索其在作物改良中的转化应用已成为一个极具前景的研究方向。雄性不育系是作物杂种优势利用的核心育种工具，研究表明杂交种产量可比自交系高15–50%。基于m6A修饰创制新型雄性不育系的策略已开始显现前景。在水稻中，OsALKBH9编码mRNA m6A去甲基化酶，利用CRISPR/Cas9技术敲除OsALKBH9导致完全且稳定的雄性不育，且该不育表型依赖其m6A去甲基化酶活性。除OsALKBH9外，水稻中已鉴定出其他可诱导雄性不育的m6A调控因子，包括甲基转移酶OsFIP37、含MTL结构域的蛋白OsEDM2L和去甲基化酶OsALKBH5，这些因子可作为创制新型水稻雄性不育系的潜在分子靶标。开花转变是植物从营养生长转向生殖生长的关键发育事件，通过writers、erasers和readers的协同作用，m6A修饰在开花调控网络中发挥多层次核心调控功能。这些机制的阐明为作物适应性和区域性产量的定向改良提供了分子靶标，例如调控m6A阅读蛋白OsYTH10可调节水稻在长日照条件下的开花进程。m6A修饰参与调控番茄、猕猴桃和草莓的果实成熟和品质，这些发现表明未来可对特定成熟相关基因的m6A修饰水平进行精确编辑，在维持正常果实发育的同时定向改良风味和色泽等品质性状，以满足多样化市场需求。此外，跨物种产量提升方面已取得代表性成功：在 rice 和马铃薯中转基因表达人m6A去甲基化酶FTO，田间试验中产量和生物量增加约50%，且不改变营养品质，该效应在不同遗传背景和多个独立转基因株系中一致观察到，展示了通过调节m6A修饰实现有效作物产量提升的广泛潜力。在技术支撑方面，华中农业大学棉花遗传改良团队开发了靶向m6A编辑器，分别将CRISPR/dCas13（Rx）系统与m6A甲基转移酶GhMTA（TME）和去甲基化酶GhALKBH10（TDE）融合，该系统能够在不改变DNA序列的情况下在特定转录本的特定位置添加或去除m6A修饰，为作物性状精准改良提供了新工具。同时，m6A-SAC-seq等单碱基分辨率测序技术能够全基因组鉴定多种作物中与育性相关的关键m6A位点，从而为跨物种作物改良策略提供精确靶标。

**5. 结论与展望**

**5.1 结论**

在植物中，m6A修饰受保守的writer复合体、AlkB家族erasers和以YTH家族为主的reader装置动态调控；m6A检测技术的持续创新推动了日益深入的功能研究。尽管核心酶机器在真核生物中进化上保守，但植物阅读蛋白表现出显著的YTH家族多样化，这些m6A阅读蛋白还可通过多种调控模式参与靶RNA的转录后调控。这表明在m6A阅读蛋白的进化过程中，植物可能通过扩展YTH家族来适应其固着生活方式相关的环境多变性和发育可塑性需求。在功能上，m6A调控胚胎发生、开花转变、配子发生和果实成熟，m6A调控组分功能受损常导致严重生殖缺陷。这些机制见解也具有实际应用潜力，调节m6A通路有望改善作物产量和品质。总之，m6A作为植物生殖中的核心表观转录调控枢纽，是未来作物改良极具前景的靶标。

**5.2 展望**

尽管近年来植物m6A研究取得了相当大的进展，但以下领域仍存在显著的知识空白和技术瓶颈，值得未来重点研究。

**5.2.1 m6A动态的单细胞分辨率**

植物生殖发育中的关键事件，如小孢子发生、胚囊形成和合子激活，涉及高度异质的细胞类型，其中许多细胞数量极少。常规bulk RNA测序由于信号平均化掩盖了这些稀有细胞群体的转录组特异性。近年来，单细胞和单核组学技术在植物研究中快速发展；scRNA-seq已被广泛采用，染色质可及性检测（scATAC-seq）也在逐步扩展。这些方法已成功应用于水稻、小麦、花生和大豆等作物，为解析植物发育、细胞身份和胁迫响应的细胞类型特异性机制提供了前所未有的分辨率。然而，单细胞m6A测序尚未在植物中建立。尽管scm6A-seq等技术已在动物卵母细胞和早期胚胎中实现单细胞水平m6A甲基化组和转录组的同时分析，但单细胞表观转录组学方法在植物中的适应仍面临技术障碍，包括细胞壁消化困难和原生质体分离效率低。未来应致力于开发兼容植物原生质体和稀有生殖细胞的单细胞m6A测序方法，以揭示生殖系发育中细胞类型特异性的m6A修饰动态及其调控网络。例如，MTA、MTB、FIP37或VIR等核心m6A writer组分功能缺失导致拟南芥胚胎致死，这阻碍了对胚胎发生过程中m6A特定调控机制和效应的深入解析。若能在精子细胞、合子和早期胚胎各谱系上进行单细胞水平m6A测序，将极大促进对阶段和谱系特异性m6A动态及其靶调控事件的阐明，从而完善对合子激活和胚胎模式建成等关键发育节点m6A功能作用的理解。

**5.2.2 m6A–表观基因组互作的方向性和因果层级仍 largely 不清楚**

近年来，植物中大量证据将m6A与组蛋白修饰联系起来。例如，在拟南芥中，m6A writers FIP37和VIR介导逆转座子RNA的甲基化，经核内阅读蛋白CPSF30-L和ECT12识别后，招募组蛋白甲基转移酶SUVH4/5/6和ATXR5/6在转座子位点沉积H3K9me2和H3K27me1，从而建立封闭的异染色质状态。此外，新鉴定的writer组分NERD通过与H3K36me3甲基转移酶SDG8互作，负调控开花抑制因子FLC位点的H3K36me3水平，从而促进开花。在玉米中，核心writer ZmMTA直接与染色质重塑因子ZmDDM1互作；m6A修饰基因的DNA甲基化水平显著高于非m6A修饰基因，ZmMTA功能缺失导致m6A修饰基因5′区域CHH甲基化显著降低。在动物中，H3K36me3已被证明引导m6A的共转录沉积，而m6A可通过招募SETDB1等酶反过来影响组蛋白修饰状态。然而，在这些调控互作中，m6A修饰是作为驱动组蛋白修饰酶招募的上游信号，还是仅反映已建立的染色质状态，仍不清楚。目前的关联性证据不足以区分因果与巧合。例如，NERD介导的m6A修饰与H3K36me3沉积减少同时发生，但这两个事件之间的时间顺序和因果方向尚未通过动态追踪实验验证。类似地，在玉米ZmMTA–ZmDDM1互作中，ZmMTA缺失导致CHH甲基化降低，但这是m6A减少的直接后果还是间接效应仍有待解析。近期研究揭示了m6A与组蛋白修饰之间的双向互作——即m6A可影响组蛋白修饰，组蛋白修饰也可反过来影响m6A沉积，这进一步增加了因果解释的复杂性。迫切需要系统性的扰动实验来厘清因果关系，包括：(i) 利用诱导型m6A耗竭系统在特定发育时间点去除m6A修饰，随后追踪组蛋白修饰的动态变化；(ii) 结合时间序列m6A测序与ChIP-seq，捕捉同一发育过程中两种修饰的时间顺序；(iii) 采用位点特异性m6A编辑工具在特定转录本的确定位点添加或去除m6A，观察由此引起的局部组蛋白修饰变化。这些方法的整合将极大促进从关联性观察到m6A–表观基因组互作因果机制理解的转变。

**5.2.3 m6A编辑工具与精准育种**

基于CRISPR-Cas系统的RNA m6A编辑工具近年来发展迅速。通过将m6A甲基转移酶或去甲基化酶结构域与催化失活的Cas9/Cas13变体融合，已开发出一系列可编程RNA m6A编辑器，并成功应用于哺乳动物细胞、干细胞和植物系统。在植物中，研究人员已建立可编程m6A编辑工具。此外，通过将CRISPR-dCas13蛋白和sgRNA与光诱导异二聚化模块结合而工程化的光诱导m6A编辑系统，已实现高效可逆的m6A水平调控且脱靶效应极小；这些工具已应用于操控开花时间、胁迫适应和产量相关的主要调控基因。然而，要实现在精准育种中的潜力，必须解决若干技术瓶颈，包括进一步提高靶向效率和特异性、系统评估脱靶效应、精确控制编辑窗口以及m6A编辑赋予性状的稳定跨代遗传。未来应致力于建立更高效的m6A效应器定向进化平台，开发适用于多种植物物种和组织的m6A编辑递送系统，并探索将m6