《ANALYTICAL AND BIOANALYTICAL CHEMISTRY》：Miniaturized chromatography-based lipidomics methods towards single-cell analysis
脂质组学可深入揭示脂质代谢与细胞功能，但传统工作流程通常依赖大体积样本，掩盖了细胞异质性。分析化学的发展使得从极少量材料中开展脂质分析成为可能，推动了面向低样本量和单细胞研究的微型化色谱-质谱(LC-MS)工作流程的开发。本综述总结了微型化色谱脂质组学的最新进展。缩小色谱规模可提升电离效率、灵敏度与分离性能，同时最小化样本消耗。文中讨论了关键使能技术，如低流速电喷雾接口，以及将离子淌度(IM)谱作为正交分离维度用于脂质鉴定的集成策略。同时阐述了低样本量脂质组学的方法学考量，特别是皮克级分析物水平下的样本制备与定量挑战。最后展望了自动化、微流控与多维分离的未来发展方向。这些进展共同确立了微型化色谱作为推动单细胞脂质组学与高分辨率脂质代谢研究的关键平台。
引言
脂质组学整合先进分析化学方法，尤其是质谱(MS)，在分子水平研究脂质代谢。其核心目标是通过表征与定量脂质，阐明营养与疾病诱导的变化。通过注释脂质类别与种类并测量其丰度，脂质组学生成反映功能与代谢状态的详细分子图谱，这些状态受饮食、生活方式、环境或疾病进展塑造。脂质的广泛适用性源于其结构多样性及其在膜结构、蛋白质在大型分子组装中的定位、信号传导及能量代谢中的核心作用。脂质的结构异质性给稳健的定性与定量分析带来显著挑战。传统基于MS的脂质组学通常分析大体积组织或细胞群体，常掩盖细胞间差异，限制了对微观尺度机制的理解。例如，癌症研究常关注肿瘤微环境，因部分类型癌症存在代谢异质性，这种异质性难以在细胞培养中建模，因为细胞间相互作用会影响彼此的代谢与营养需求。克服这些局限需要兼具卓越灵敏度、结构分辨率和重现性的分析策略，由此催生了单细胞分析领域，包括单细胞转录组学、蛋白质组学和/或代谢组学/脂质组学。
单细胞分析依赖多种分析技术捕捉大体积测量中常被掩盖的异质性。基于MS的技术可分为三类互补策略：直接分析（通过进样或毛细管采样分离细胞）、成像，以及超灵敏分离。直接进样或毛细管采样利用微探针方法，将单个细胞吸入或裂解后，在极少预分离的情况下电离提取物。该方法最大化通量并减少样本损失，但易受离子抑制影响，且异构体特异性有限。基质辅助激光解吸电离(MALDI)与解吸电喷雾电离(DESI)等质谱成像(MSI)是单细胞分析的常用方法，可提供生物分子空间图谱并保留微环境信息，但仍受限于结构分辨率不足、动态范围有限及绝对定量困难。这些缺陷凸显了对互补方法的需求，以便在单细胞尺度实现高覆盖度、定量的脂质谱分析。
色谱耦合MS长期以来是脂质组学的核心，工作流程涵盖从直接进样（“鸟枪法”）到液相色谱(LC)、气相色谱(GC)及超临界流体色谱(SFC)，后者可提升选择性并缓解离子抑制。高分辨率与串联MS、更快扫描速率与增强灵敏度的近期进展，结合数据依赖性采集(DDA)、数据非依赖性采集(DIA)及靶向监测策略等现代数据采集模式，拓展了脂质覆盖范围、分析通量与定量准确性。在此基础上，多重LC-MS、离子淌度(IM)-MS，以及最新的微型化色谱工作流程（微流与纳流LC）为高通量脂质分析开辟了新途径。微流与纳流LC结合先进MS，有时与IM分离联用，可在灵敏度、样本利用率与分离能力方面显著提升，尤其在解析同分异构体与同量异位脂质方面表现突出。这些发展将脂质组学拓展至需要超低样本输入的应用场景，包括单细胞分析与大规模扰动研究。与其他组学领域类似，向单细胞分辨率发展的势头日益增强。与可通过聚合酶链式反应酶促扩增的核酸不同，蛋白质、代谢物与脂质缺乏等效扩增技术，因此其分析从根本上受质量限制，使得灵敏度、回收率与电离效率成为超低样本量可靠测量的决定性因素。单细胞蛋白质组学、代谢组学与脂质组学因此提供了互补的功能性读数，其中脂质组学为膜生物学、信号通路与代谢调控提供了独特见解。
本综述聚焦于微型化色谱脂质组学的创新，属于第三类策略：超灵敏分离。在此语境中，“微型化”主要指分析系统（特别是色谱及其流体架构）的规模缩小。讨论内容包括微LC、纳LC与芯片基工作流程的发展；低流速接口及与传统MS系统的耦合策略进展；IM作为正交分离维度的作用；以及超低样本输入下的定量考量。与微型化同等关键的是样本制备、净化与进样机制，必须适应超低分析物质量，最小化转移、吸附与滞留体积。在此定义下，本文所处理的“微型化工作流程”应视为缩小规模的色谱与低损失样本处理，耦合常规MS硬件。数据采集范式与下游数据分析基本不受物理规模缩小影响，不被视为微型化内容，仅在作为低样本量色谱直接结果时予以讨论。进一步强调这些缩小规模的方法如何应对当前分析挑战，并确立微型化色谱作为系统生物学与疾病研究中单细胞脂质组学基石的地位。
从大体积到单细胞：脂质组学中微型化的重要性
经典脂质组学工作流程为大体积组织、生物体液、微生物或培养细胞的分析而开发，通常需要微克至毫克级总脂质提取物。这些方法在绘制脂质代谢图谱与识别疾病相关特征方面发挥了重要作用，但本质上产生（细胞或组织）群体平均水平的数据。由于生物系统天然具有异质性，这种“大体积”视角掩盖了细胞特异性代谢变异，并遮蔽了罕见但具生物学意义的表型。相邻细胞间的脂质组成可能因代谢状态、膜周转或局部微环境信号存在显著差异。捕捉这些细微变化需要灵敏度与精度远超传统工作流程的分析平台。
微型化为弥合这一差距提供了分析手段。通过缩小色谱系统、流体接口与离子源的物理尺寸，微型化工作流程可在维持甚至提升分离性能与电离效率的同时，高效处理极小样本体积。向微流与纳流LC的转变显著提高了电喷雾发射端的分析物浓度；较低流速产生更小的初始液滴，加速溶剂蒸发并改善电离。该机制有效降低检测限并减轻离子抑制。同样，微加工设备与芯片基平台将死体积与样本损失降至最低，这是分析单个或稀有细胞群时的两大挑战。
在这些微型化色谱工作流程中，将单细胞视为上游约束，即单个细胞的分离、纳升级提取与低死体积进样，并将其与单细胞当量的大体积稀释区分开来——后者主要用于评估仪器灵敏度，但可能低估真实单细胞输入中占主导的预分析损失与变异。然而，这两种方法在实践中常交织在一起，因为单细胞当量稀释提供了方法优化所需的受控、可扩展输入，而真实单细胞测量对于捕捉完整误差结构至关重要。此外，鉴于超低样本量下的方差来源既包括真实生物异质性，也包括工作流程引入的随机性，仍需广泛确定需要多少次单细胞测量才能获得足够的统计功效。
因此，这些方法代表了根本不同的分析体系：真实单细胞测量保留了生物异质性，但受随机采样与有限覆盖度制约；而单细胞当量策略提升了分析稳健性，但本质上平均掉了细胞间变异。需要指出的是，虽然前者（真实单细胞测量）是最终目标，但单细胞当量的使用有助于开发分析方法与工作流，例如色谱、MS数据采集等。此外，单细胞当量作为质量控制样本非常重要，因为由于真实单细胞提取物可用量极低，通常无法制备混合QC样本。
除提升灵敏度外，微型化还有助于更忠实地呈现生物系统。减少所需样本输入使得无需合并即可研究空间受限区域，如显微切割的组织微区或类器官亚结构。这与更广泛的空间组学范式一致，其中解析生化异质性是理解组织功能与疾病进展的关键。最后，微型化工作流程本质上更具资源效率，消耗溶剂显著减少并产生更少废物，从而践行绿色分析化学的核心原则。
微型化色谱平台
微型化LC工作流程的特征是色谱柱内径(ID)显著小于常规分析型LC（2.1–4.6 mm），通常在每分钟微升至纳升级流速范围内运行。通过缩小柱径，这些系统减少了柱内稀释，从而提高检测器处的分析物浓度，并以超细电喷雾液滴最大化电离效率。“微型化”一词涵盖微LC、纳LC与毛细管LC形式，以及旨在减少死体积并提高重现性的集成芯片基设备。这些工作流程共同代表了从传统大体积导向分离向高效、资源节约型平台的转变，能够从稀缺生物材料中获得全面的脂质谱。
微流与纳流LC
LC微型化将是推动脂质组学从大体积组织向单细胞分辨率过渡的主要驱动力之一。通过缩小柱径，这些平台缓解了困扰分析型流速的径向稀释效应。微LC（1–100 μL/min）与纳LC（0.1–0.5 μL/min）促进更高效的去溶剂化与更高比例的分析物转移至气相，从而获得优异的质量灵敏度，并检测到在低丰度信号脂质中原本会被基线噪声掩盖的物种。
纳LC有望成为单细胞脂质组学的标准，因为它通过超低流速最大化分析物利用率并最小化基质诱导的离子抑制，同时为复杂脂质组的分离提供高峰容量。然而，纳LC的“灵敏度与通量代价”是技术复杂性：需要精细控制流体连接并使用专用发射器设计以防止堵塞并确保稳定喷雾。相反，正如蛋白质组学应用所示，微LC在灵敏度上略有牺牲，但显著提高了通量与操作稳健性，特别适用于涉及稀有细胞群或穿刺活检的临床队列研究，这类场景中样本有限，但对可重复的大规模数据需求极高。
这些优势显示出明确的操作边界：在复杂基质与长时间采集序列中，纳LC的性能会愈发不稳定，发射器不稳定性、堵塞与基质衍生残留效应可能主导方差，并在高理论灵敏度下降低有效通量。回到之前提到的要点：单细胞当量测量有助于优化新设计与方法，从而改进针对真实单细胞应用的工作流程。
毛细管LC与芯片基LC
毛细管LC采用内径通常为50–300 μm的色谱柱，是介于高灵敏度但常不稳定的纳LC（<100 μm ID）与高通量、高溶剂消耗的常规LC（<4.6 mm ID）之间的关键中间形式。通过在0.5–10 μL/min流速下运行，毛细管形式缓解了更小柱径带来的柱外扩散问题，同时比纳LC与纳电喷雾(nanoESI)装置提供更高的耐压性与机械稳健性。
近期进展催生了集成微流控LC平台，通常称为“片上实验室”系统。这些设备将分析分离通道、固相萃取(SPE)富集阱与ESI喷嘴/发射器集成在单一微加工基底上，通常由聚酰亚胺、玻璃或硅基材料制成。这种高度集成实现了对流体处理的精确控制，同时最小化了死体积与系统复杂性。通过消除执行LC-MS所需的常规接头与管路，片上实验室平台大幅保留了峰容量、峰形与保留时间重现性。此外，芯片集成显著减少了样本损失，结合nanoESI接口，可实现皮克至飞克水平的稳健分析。
虽然最初为蛋白质组学开发，但微柱阵列柱(μPAC)也可实现芯片基形式。这些微加工硅柱由完美有序的固定相结构组成，具有卓越的渗透性、最小的涡流扩散与接近理论的分离效率。因此，μPAC在低样本量分析中优于传统填充纳LC柱。因此，毛细管与芯片基LC占据了一个过渡体系，在此体系中，相对于纳LC，以灵敏度降低为代价换取稳健性提升，使其不太适合离子统计量成为限制因素的极低样本量应用。然而，现代MS仪器灵敏度的持续提升，可能导致从纳LC向更高流速但仍属微型化的色谱设置转变，即便在蛋白质组学中也是如此。
将微型化色谱与MS耦合
微型化色谱的分析优势只有在通过稳健、高效的接口策略与高性能MS有效耦合时才能充分发挥。随着柱径与流速降低，高效的离子传输与稳定的电离成为保留灵敏度与重现性的关键。因此，色谱出口与MS之间的接口是微型化LC-MS工作流程的核心要素，不仅决定信号稳定性，还决定与离子淌度(IM)等多维分离技术的兼容性。
发射器设计、电离接口与微流控的改进提升了微型化LC-MS的性能。与此同时，紧凑型高分辨率IM模块的发展进一步拓展了其分析范围。
低流速电喷雾接口与发射器设计
微型化色谱工作流程的性能与电喷雾电离(ESI)的效率、稳定性及重现性密切相关。在0.1–10 μL/min的降低流速下，更小初始液滴的产生提升了电离效率，并减少了共洗脱基质组分引起的离子抑制。这一增强对纳LC-MS尤为有利，因为其分析物浓度天然较低。在这些流速体系下稳定运行还需要精确的流体控制与稳健的发射器几何结构。现代纳LC系统集成喷射尖端或金属涂层毛细管，以避免死体积问题，并确保长时采集期间的电稳定性。传统的鞘流发射器在分析物流周围引入辅助液体，提供机械稳定性，但进一步稀释分析物。相比之下，无鞘设计消除了辅助流，将全部流出物直接输送至MS入口。
纳ESI发射器本身往往是稳定性与重现性的主要决定因素。大多数发射器由拉制或化学蚀刻的玻璃或熔融石英制成，其锥角、尖端内径与端面形态决定了电场强度与可实现的锥射流工作区间。较小的孔口直径通常会降低稳定发射所需的流速并提高灵敏度，但也增加了堵塞风险与喷雾起始电压的变化。导电涂层或内部电极常用于提供可靠的电气接触，同时避免在样品中产生过度的电化学反应。重要的是，发射器内径、表面润湿性与溶液电导率之间的关系设定了稳定泰勒锥形成的操作窗口，偏离这些值会导致脉动或多射流模式，从而降低定量性能。
发射器几何结构也从简单的单管尖端演变为可实现新功能的构型。多管与θ玻璃发射器允许在尖端快速混合以进行反应监测、氢氘交换或超电荷策略，在保持纳ESI条件的同时将发射器转变为微反应器。
多喷嘴（多发射器）ESI源通过将喷雾并行化扩展了这些理念。阵列喷嘴产生多个锥体与羽流，在给定的单喷嘴流速下提高总离子流，同时保持低流速ESI特有的小液滴尺寸。这可以在不采用更高单发射器流速（否则会增大液滴并降低电离效率）的情况下提高灵敏度与动态范围。早期微加工多喷嘴发射器已证明通过并行化可提高信号并改善对较高总流速的耐受性。后续关于发射器阵列与多重纳ESI源的研究显示了通量与稳健性的提升。然而，要实现理论优势，必须仔细控制喷嘴间均匀性、相邻喷雾间的电场屏蔽以及羽流与入口的对准。Girel等人的研究展示了低流速LC与多喷嘴ESI适配性的实例，在该配置中，约3 μL/min的微流分离与具有五个喷嘴的微加工多喷嘴电喷雾芯片耦合，每个喷嘴在约600 nL/min下运行，有效地从单次LC运行中产生平行纳电喷雾。这种设计增加了总电喷雾表面积与电场密度，产生更小、带电量更高的液滴，增强了去溶剂化与离子形成，同时减少了基质效应。结果，该系统提供了显著提高的灵敏度，在氘代脂质标准中显示中位信号增加约16倍，同时改善了加合物形成的控制并减轻了源内碎裂。
与离子淌度谱的集成
将低流速LC与IM-MS耦合具有吸引力，因为低流速ESI的灵敏度优势（小液滴、高效去溶剂化、稀释度低）与IM的气相正交分离相辅相成，可减少光谱拥挤并提高对共洗脱物种的选择性。实际上，成功集成的关键在于管理低流速下窄而快的色谱峰与离子光学/IM占空周期之间的不匹配：接口必须在保持低死体积的同时保留峰锐度，在50–300 nL/min下维持稳定的纳ESI，并在总喷雾电流较低的情况下将高离子传输送入IM池。早期的ESI-IM实现已认识到需要在IM漂移区上游进行离子积累/捕获，以改善连续ESI束馈入IM时的占空周期与灵敏度。
现代IM平台说明了这一技术的成熟。捕获离子淌度谱(TIMS)与LC尤其兼容，因为离子可被积累并按淌度顺序释放，并且在timsTOF仪器中，这与平行积累-串行碎裂(PASEF)配对，以提高测序速度与灵敏度——TIMS-PASEF综述中已明确讨论了这些特征在LC-IM-MS工作流程中的应用。实际上，许多高灵敏度TIMS研究（尤其是蛋白质组学中）仍依赖纳LC，因为它最大化了单位分析物量的电离效率；例如，纳LC-TIMS脂质组学在利用IM分离解决异构体与共洗脱脂质的同时，展示了高灵敏度。与此同时，人们对精心优化的纳流与微流体系越来越感兴趣，以平衡稳健性、通量与IM-MS性能，这得益于泵/柱与离子传输设计的进步，即使流速超过经典纳LC也能保持高离子利用率。
FAIMS（高场不对称波形离子淌度谱）提供了另一种集成模式：它通常位于ESI源与MS入口之间，充当离子过滤器，可减少化学噪声并提高分析深度，但也会引入额外的离子损失，因此非常受益于高效的低流速电离与精密的源-入口对准。在单细胞及其他质量受限的蛋白质组学中，超低流速纳LC与FAIMS赋能分离的组合已被用于通过减少背景并解开共分离前体来提高鉴定数量。
最后，新兴的“离子利用率”架构力求确保低流速LC有限的离子电流不会在淌度分离前、中、后被浪费。无损离子操控结构(SLIM)体现了这一方向。SLIM基IM模块强调高传输能力以及积累/存储IM选择离子的能力，这在概念上与低流速LC高度匹配，因为在低流速LC中，最大化每注射量的可用离子至关重要。在TIMS、FAIMS、漂移管IM与SLIM中，关键的工程主题是相同的：协同优化（1）低死体积LC-ESI管路，（2）稳定的低流速发射器与源场，以及（3）离子捕获/聚焦与计时策略，以协调LC峰宽与IM扫描/采集节奏，从而在保持高灵敏度的同时保留色谱与淌度峰容量。
虽然IMS可为LC-MS脂质组学增加一个可量化的正交维度，但在单细胞尺度上，其最大益处是从受限样本中获取更多化学信息。就性能指标而言，现代高分辨率IMS平台可达到比早期时间色散IMS实现高得多的分辨能力。例如，TIMS在优化条件下报道的分辨能力可达400，尽管在通量上存在常见的权衡。实际上，离子淌度在脂质组学中的分析增益最好理解为分离能力的有条件提升，而非通用的分辨率解决方案。当与LC和MS/MS结合时，IM可减少光谱拥挤并改善特征注释，特别是对于共洗脱脂质类别以及部分异构体与同量异位物种。然而，许多脂质异构体在碰撞截面上的差异很小，往往低于当前IM平台的分辨能力，限制了其单独判别能力。因此，IM在微型化LC-MS工作流程中的主要益处是通过多维分离提高注释的可信度，而非实现完全的结构解析。
在脂质组学中，离子中性碰撞截面(CCS)作为一个额外的分子描述符，可改善特征过滤，并在与LC和MS/MS结合时分离部分异构体家族。基础的LC-IMS-MS研究表明，在复杂基质中对生物相关脂质异构体的区分有所改善，但也说明许多脂质异构体之间的CCS差异细微，通常需要多维证据而非仅靠CCS。CCS测量在标准化方法下可在实验室与仪器间高度重现，这支持CCS作为注释的稳健约束。然而，CCS数据库覆盖范围仍不完整且在脂质类别与加合物类型间分布不均，促使人们谨慎使用CCS趋势线、明确的误差窗口与假阳性控制，而非将CCS视为唯一标识符。机器学习CCS预测框架如LipidCCS可扩展覆盖范围并实现合理性检查，但预测的CCS值应被视为支持性先验，并尽可能通过实验CCS与MS/MS进行验证。这些观察表明，IM不应被解读为异构体/同量异位体分辨率的通解，而应视为一个条件性分离维度，其有效性取决于分析物的物理化学多样性及其与色谱和MS/MS信息的集成。
最后，IMS与采集模式之间的相互作用并非无关紧要：虽然淌度分离可减少光谱拥挤，但在低离子计数的单细胞条件下，DIA实现（例如DIA-PASEF）仍可能在脂质共享相似保留时间与淌度时遭受模糊的碎片-前体归属。实际上，IMS最能在与多维鉴定框架（保留时间、MS/MS碎裂规则、CCS窗口）集成时提高置信度，而非作为异构体分辨率或DIA去卷积的独立解决方案。因此，IM应被视为一种使能但非充分的维度，其分析价值主要在与其它分离技术结合时才显现。
少即是多：低样本量脂质组学的样本制备
样本制备是微型化与单细胞脂质组学中最关键且技术要求最高的阶段之一。在此尺度下，从细胞分离、裂解到溶剂提取与转移的每一步都可能显著影响分析回收率、重现性与定量准确性。与大体积脂质组学不同（样本量可补偿处理效率不足），低样本量工作流程在现有仪器的检测极限附近运行。因此，最大化提取效率、最小化样本损失以及确保与下游纳LC-MS的化学兼容性成为方法设计的核心。近期发展引入了一系列策略，包括溶剂微型化提取、微流控自动化与集成纳喷雾采样系统，均旨在保留分析物完整性的同时降低实验变异。
有限样本量的提取方案
在低样本量（μL级生物体液、103–105个细胞、亚毫克组织）下进行脂质组学，要求方案在跨脂质类别最大化回收率的同时，最小化处理损失、稀释及人为氧化/水解。大多数工作流程仍依赖双相液-液萃取(LLE)化学，但采用微型化调整，在保持溶剂比例的同时减少绝对体积与转移次数。经典的Folch与Bligh-Dyer体系仍是广泛脂质覆盖与高效蛋白沉淀的基础，微型化时保持原始相比是获得可重现分配的关键。对于小体积，许多实验室倾向于MTBE基提取，将有机相置于上层，对血浆与小组织表现优异。BUME（丁醇/甲醇）是另一种不含氯仿的选项，兼容小体积与自动化，对中性与极性脂质均有良好覆盖。
在低样本量下，单容器策略尤为宝贵：在同一低吸附管中完成裂解、提取与复溶；避免多次干燥/复溶循环；并在提取前加入类别代表性内标以追踪回收率并归一化变异。社区最佳实践强调严格控制溶剂纯度、温度与抗氧化剂以限制氧化，这在绝对脂质量微小且人为变化可与生物学效应相当的情况下至关重要。
脂质组学中的净化步骤可减少导致离子抑制的盐与蛋白质，改善色谱稳定性，并实现类别特异性富集，但在样本量有限的背景下，必须审慎应用，因为每一次额外操作都会引入分析物损失与变异的风险。因此，低样本量脂质组学的净化最好保持目的驱动。微量固相萃取(SPE)在层析柱或96孔板中实现，广泛用于脱盐与类别分馏（例如氨基丙基或硅胶方案用于中性与极性脂质分离），因其提供相对可重现的分离、微型化可扩展性以及与自动化的兼容性。然而，对于小样本，关键是使用最小体积预平衡吸附剂，使用与LC起始条件兼容的小洗脱体积，并在每一分馏中加入内标以监控回收率。
混合蛋白沉淀或过滤板为血浆或血清提取物提供了一种低处理选项，可在LC-MS前去除沉淀蛋白与颗粒。然而，它们主要作为基质净化工具，而非真正的脂质类别分馏。凝胶渗透或尺寸排阻方法可去除聚合物与极大干扰物。但其稀释样本与引入吸附损失的倾向使其不太适合常规低样本量工作，更适合针对性污染问题。这些考量与社区建议一致，强调标准化、回收率追踪以及在基于MS的脂质组学工作流程中尽量减少不必要的步骤。
微流控与自动化处理方法
微流控处理与自动化采样已成为单细胞脂质组学的核心，因为它们应对了从单个细胞测量脂质时出现的极端体积、灵敏度与污染限制。脂质化学异质性强，跨越广泛的极性与丰度范围。它们极易发生表面吸附与快速代谢周转，使得传统大体积或板基工作流程不适合真正的单细胞分辨率。相比之下，微流控系统在纳升至皮升级尺度运行，并具有严格控制的流体动力学，能够在最小化稀释与分析物损失的同时实现快速分离、裂解与提取。这些特征与单细胞代谢组学的整体发展趋势一致，该领域十多年来一直强调微型化、低损失处理的重要性。
微流控在单细胞脂质组学中的一个主要优势是能够提供确定性、温和的细胞分离。一项研究开发了一种自动化、微流控的单细胞脂质组学工作流程，将活细胞分离与常规LC-MS集成，旨在使单细胞脂质谱分析更易获取且通量更高。作者优化了商业微流控单细胞挑选平台以减少脂质污染与电离抑制，确定了背景信号的关键来源，包括胎牛血清、白蛋白涂层与载体缓冲液。通过更换培养基、稀释人源白蛋白以及仔细评估缓冲液组成，他们显著降低了空白污染并提高了脂质检出，达到约200个脂质特征/单细胞
