黄芪膜质变种（Astragalus membranaceus var. mongholicus）切片中干燥方法对生物活性成分及抗氧化活性的多维质量评估 冷飞凡（Feifan Leng） 王家乐（Jiale Wang） 胡丽哲（Lizhe Hu） 李敏敏（Minmin Li） 孙永伟（Yongwei Sun） 王永刚（Yonggang Wang） 陈洁音（Jieyin Chen） 戴晓峰（Xiaofeng Dai） 马斌（Bin Ma） 孔志强（Zhiqiang Kong） + 1位作者

《Separations》：Multidimensional Quality Evaluation of Drying Methods on the Bioactive Components and Antioxidant Activity of Astragalus membranaceus var. mongholicus Slices Feifan Leng, Jiale Wang, Lizhe Hu, Minmin Li, Yongwei Sun, Yonggang Wang, Jieyin Chen, Xiaofeng Dai, Bin Ma and Zhiqiang Kong + 1 author

　　摘要：本研究系统地评估了五种干燥方法（日光干燥、冷冻干燥、阴干以及40°C和60°C下的热风干燥）对膜荚黄芪（Astragalus membranaceus var. mongholicus）切片多维度质量的影响，采用了多尺度技术和多元分析方法。结果表明，这些干燥方法显著影响了颜色、微观结构、挥发性有机化合物谱、13种生物活性成分的含量以及抗氧化活性。在所有处理方法中，40°C下的热风干燥在综合评估中获得了最高的得分。该处理方法与表面粗糙度（Ra）的增加、药典标志物astragaloside IV和calycosin-7-O-β-D-glucoside含量的提高以及ABTS自由基清除活性的增强有关。然而，其他方法在某些个别参数上表现更好：阴干显示出较高的DPPH和FRAP值，而冷冻干燥则获得了最高的总酚含量。基于观察到的强相关性（例如，粗糙度与astragaloside IV：r = 0.94；astragaloside IV与ABTS：r = 0.83），我们提出了一个可检验的假设，即40°C下的热风干燥可能通过物理微观结构的变化部分影响生物活性。本文建立的多维度评估框架为药用和食用草本植物的质量优化提供了方法学参考。

1. 引言
膜荚黄芪（Astragalus membranaceus (Fisch.) Bge. var. mongholicus (Bge.) Hsiao）是一种属于豆科（Fabaceae）的药用植物。几千年来，膜荚黄芪的根在传统中医中被广泛使用[1]。膜荚黄芪中的活性成分非常丰富，迄今为止已分离和鉴定出超过100种生物活性化合物[2]。常见的活性成分包括皂苷、黄酮类、酚类等。这些成分赋予了膜荚黄芪多种药理作用，包括抗肥胖、抗癌、抗糖尿病、抗炎和抗氧化特性[3,4]。2023年11月，中国正式将膜荚黄芪列为药用和食用物质[5]，近年来，膜荚黄芪在食品工业中的应用逐渐扩大，被加工成各种健康饮料、草药茶和功能性酸奶[6]。为了确保这些应用的安全性和功能性，适当的制造工艺至关重要。干燥是一个关键步骤，因为它可以去除水分、延长保质期并显著影响药理活性[7,8]。常用的干燥方法包括日光干燥、热风干燥、冷冻干燥和阴干。许多关于其他药用草本植物的研究表明，干燥方法的选择对产品质量有显著影响。例如，反复蒸煮和干燥可以提高党参多糖（Rehmannia glutinosa polysaccharides）的抗炎活性[9]；热风干燥的Bletilla striata提取物比自然干燥的样品具有更强的还原能力[10]；对于人参，使用远红外或真空干燥的样品总酚和黄酮含量高于使用冷冻干燥或热风干燥的样品[11]。然而，这些研究都是针对特定物种的，并且通常只关注一两个质量指标。干燥条件和评估参数差异很大，难以直接比较。最重要的是，迄今为止还没有系统研究探讨不同干燥方法如何影响膜荚黄芪的化学、物理和生物活性特性。

干燥草药的质量评估本质上是多维度和全面的。它要求研究人员同时关注与疗效直接相关的化学成分、影响加工和储存稳定性的物理性质（如颜色和微观结构）以及作为核心功能指标的生物活性[12,13]。传统的评估方法往往仅依赖于单一指标或有限的参数集合，因此无法全面反映产品的整体质量特征。例如，李等人发现，尽管三种干燥方法都增加了五加人参（Panax notoginseng）的总皂苷和多糖含量，但它们不同程度地降低了其功能性[14]。为了解决这一不足，我们提出了一个多尺度评估框架，包括五个互补的评估维度：颜色（Maillard反应和酶促褐变的标志物）[15]；微观结构（决定重水化速率和提取效率的关键因素）[16]；挥发化合物（对香气和潜在生物活性的贡献）[17]；主要生物活性化合物（药理效应的直接物质基础）[17]；抗氧化活性（测量生物效应的代表性指标）[18]。通过全面测量这五个维度，我们可以确定这些指标在不同干燥方法下是否表现出协同或分歧的变化。此外，我们将使用多元分析方法（PCA、 Olsen-Penrose主成分分析（OPLS-DA）、热图和雷达图）来整合这些变量，从而克服基于单一指标的比较局限性。

具体而言，本研究旨在探讨五种干燥方法（SD、HAD40、HAD60、FD和SHD）对膜荚黄芪根切片颜色、微观结构、挥发化合物、生物活性成分和抗氧化活性的影响。这五个维度之间是否存在显著相关性？在综合评估框架下，哪种干燥方法排名第一？为了解决这些问题，我们使用Digieye成像技术、场发射扫描电子显微镜（FE-SEM）、3D地形分析、GC×GC-IMS和UPLC-MS/MS对样品进行了五个维度的表征，并进行了多元分析。

2. 材料与方法
2.1. 化学品和试剂
13种活性成分的标准品（包括calycosin-7-O-β-D-glucoside、liquiritigenin、ononin、apigenin-7-O-β-D-glucoside、orientin、brachyoside B、isoastragaloside I、isoastragaloside II、astragaloside I、astragaloside II、astragaloside IV、soyasaponin I和soyasaponin II）是纯度大于94%的固体试剂，购自天津Alta Technology（中国天津），并配制为100 μg/mL备用。质谱所需的甲醇购自Thermo Fisher Scientific（美国马萨诸塞州沃尔瑟姆）；分析纯无水乙醇购自北京同光精细化工有限公司（中国北京）；2-butanone、2-pentanone、2-hexanone、2-heptanone、2-octanone和2-nonanone均为分析级，用于GC-IMS分析，由Aladdin Company（中国上海）提供；超纯水由Milli-Q超纯水系统生产，该系统由Merck Millipore（德国达姆施塔特）制造。

2.2. 样品来源和干燥程序
膜荚黄芪根切片来自中国宁夏回族自治区吴忠市降压县。根据2025年版《中国药典》[5]，由中国农业科学院植物保护研究所的Kong教授鉴定为膜荚黄芪（Astragalus membranaceus (Fisch.) Bge. var. mongholicus (Bge.) Hsiao）。清洗后，将切片厚度调整为3毫米，并使用切片机切片。切片的厚度用卡尺测量，结果为2–5毫米。这些切片采用不同的干燥方法进行干燥（SD、FD、SHD、HAD40和HAD60）。实验进行了三次生物学重复，每次重复包括三个独立的技术重复。当样品干燥至恒定重量且其水分含量符合药典要求时，干燥程序即视为完成，从而确定干燥时间。具体干燥方法如下：对于SD，将200克新鲜切片放在托盘上，在直射阳光下干燥3天，温度为21–35°C，相对湿度为52%，有轻微风（风速为Beaufort等级2–3）；对于SHD，将200克新鲜切片放在托盘上，在凉爽（20–24°C，相对湿度为52%）、通风良好且避光的室内环境中干燥4天；对于FD，将200克新鲜切片放在培养皿中，用塑料膜覆盖（薄膜上打几个小孔），然后在?50°C下真空干燥12小时（真空度<10 Pa）；对于HAD40和HAD60，将200克新鲜切片分别放在托盘上，在上海Yiheng Scientific Instruments有限公司的热风干燥机中以40°C（12小时）和60°C（10小时）干燥，同时进行强制空气循环。

2025年版《中国药典》规定，膜荚黄芪煎剂片的水分含量不得超过10%。因此，根据《中国药典》通用规则0832中的方法II[5]测定干燥草药切片的水分含量。结果显示，FS的水分含量为63.4%，所有五种干燥方法均符合药典标准（SD：6.9%，FD：4.5%，SHD：8.8%，HAD40：5.7%，HAD60：3.3%）。由于不同干燥样品之间的水分含量存在显著差异，所有后续实验均基于干燥样品的干重进行（新鲜样品仅作参考）。干重 = 流水重量 × (1 ? 水分含量)。

2.3. 颜色测定
使用Digieye数字成像系统（Verivide，英国莱斯特）检测膜荚黄芪根切片的颜色特征。每次测试前，应使用标准白板进行自动校准。总色差（?E）= [(L0* ? L*)2 + (a0* ? a*)2 + (b0* ? b*)2]1/2，其中L0*、a0*和b0*分别代表膜荚黄芪根切片的光度、红度和黄度[19]。

2.4. 膜荚黄芪根切片的微观结构分析
2.4.1. 场发射扫描电子显微镜（FE-SEM）分析
使用Gemini300 FE-SEM（德国奥伯科亨Carl Zeiss）检查了经过不同干燥方法处理的膜荚黄芪根切片的微观结构。只选择了厚度为3毫米且大小均匀的切片。为了获得更好的扫描电子显微镜图像，需要用金溅射涂层增强切片样品的电导率和热导率。检查切片的横截面。每种干燥方法使用三次生物学重复。从每次生物学重复中选择一个厚度为3毫米的切片。在切片横截面上随机选择两个代表性区域，并在四个放大倍数（100×、200×、500×、1000×）下对每个区域进行成像，每个切片共产生8幅图像。对于微观结构的统计比较，所有三个生物学重复中的定性评估（例如，血管密度、淀粉颗粒可见性）是一致的；这些描述性观察没有进行定量图像分析。FE-SEM参数：加速电压 = 5.00 kV，工作距离 = 6–8 mm（根据表面平整度调整），SE2探测器（Signal A）。具体实验步骤参考[19]。

2.4.2. 3D地形测量
使用GT-X 3D地形分析仪（美国马萨诸塞州比勒里卡Bruker）分析经过不同干燥方法的膜荚黄芪根切片的3D表面结构，并记录切片的平均表面粗糙度（Ra）。只选择了厚度为3毫米且大小均匀的切片。扫描区域为每个切片的切割表面，固定视场为1.9 mm × 2.5 mm。所有地形图像均在相同的横向分辨率（5 μm/像素）和垂直分辨率（0.1 μm）下获取，可视化设置相同（统一的Z轴缩放和颜色映射）。每种干燥方法进行三次生物学重复。Ra值是从每次重复的单次扫描中获得的，每组的最终Ra值计算为这三次测量的平均值±标准差。具体实验步骤参考[19]。

2.5. 抗氧化能力的测量
通过测量2,2-二苯基-1-吡啶肼（DPPH）自由基清除活性、2,2′-偶氮二(3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸）（ABTS）自由基清除活性和铁还原抗氧化能力（FRAP）来评估膜荚黄芪根切片的抗氧化能力。对于DPPH和ABTS测定，抗氧化活性表示为自由基清除抑制的百分比。对于FRAP测定，总抗氧化能力计算为每克干重的μmol Trolox当量（μmol trolox/g DW）。所有测定均使用商业试剂盒（中国苏州Comin Biotechnology有限公司）按照制造商的协议进行。详细程序见补充材料S1.1–S1.3。总酚类、总糖类和总黄酮类化合物使用北京Solarbio科技有限公司（中国北京）提供的试剂盒测定（补充材料S1.4–S1.6）。

2.6. 活性成分的检测
每个样品中13种目标活性成分的检测严格遵循已建立的分析程序。分离和检测使用液相色谱-串联质谱（LC-MS/MS）系统完成，该系统配置了CORTECS? UPLC? C18柱（2.1 mm × 100 mm，1.6 μm，Waters，美国米尔福德）和三重四极杆质谱仪（Xevo TQ-S micro，Waters，美国米尔福德）。检测采用正电喷雾电离（ESI+）模式，并结合多反应监测（MRM）技术，毛细管电压设置为3.5 kV。为确保方法的透明度和结果的可重复性，这种UPLC-MS/MS方法的具体操作程序在补充材料S2中有详细记录。13种活性成分的校准参数、回归方程和灵敏度列在补充材料表S1中。

2.7. 挥发性物质的检测
准确称量了1.0克干的蒙古黄芪（Astragalus membranaceus var. mongholicus）粉末，并将其放入一个20毫升的顶空小瓶中。瓶子密封后，在80°C下孵育15分钟，随后进行气相色谱-离子迁移谱（GC-IMS）分析。自动化顶空采样器在以下条件下运行：孵育温度80°C；孵育时间15分钟；进样体积500 μL；不分流进样模式；孵育速度500 r/min；注射器温度85°C。分析物被引入到德国多特蒙德G.A.S公司的FlavourSpec?气相离子迁移谱仪中进行分离。挥发性化合物的分析使用的是MXT-WAX毛细管柱（30 m × 0.53 mm，1.0 μm，Restek Corporation，美国贝尔丰特）。柱温保持在60°C，使用高纯度氮气（纯度≥99.999%）作为载气。流量编程如下：初始流量为2.0 mL/min，保持2分钟，然后在8分钟内线性增加到10.0 mL/min，再在10分钟内增加到100.0 mL/min，最后保持10分钟。总运行时间为30分钟。进样口温度设定为80°C。IMS仪器的参数设置为：使用氚源作为电离源；漂移管长度98 mm；电场强度500 V/cm；漂移管温度保持在45°C；使用高纯度氮气（纯度≥99.999%）作为漂移气体，流量为150.0 mL/min；检测采用正离子模式。使用了三个生物学重复样品。

化合物鉴定的信心解释：使用了一种含有六种酮类（2-丁酮、2-戊酮、2-己酮、2-庚酮、2-辛酮和2-壬酮）的混合标准溶液。建立了保留时间和保留指数的校准曲线。然后根据保留时间计算目标化合物的保留指数。通过对GC保留指数（NIST 2020）数据库和VOCal软件（版本0.4.10）中内置的IMS迁移时间数据库进行搜索和比较，对目标化合物进行了定性分析。阳性鉴定的接受标准如下：保留指数（RI）偏差≤ ±10，漂移时间（Dt）偏差≤ ±1%，以及VOCal软件匹配得分≥ 700（0–1000分）。根据代谢组学标准倡议的建议，这种鉴定水平对应于第二级（推定鉴定）[20]。本研究没有使用化学标准来确认第一级的化合物。关键区分化合物的结构确认将在后续研究中通过标准进一步验证。

2.8. 数据分析
使用Origin 2021（OriginLab，美国北安普顿）生成直方图。统计显著性定义为p < 0.05。使用R 4.3.3软件和以下软件包进行了Astragalus membranaceus var. mongholicus切片的主要成分分析、热图以及互操作性网络功能模块的分析：tidyverse（数据处理和可视化）、corrplot（热图生成）、grid和ggplot2（图形）、paran和boot（PCA的并行分析和自助法）、factoextra（PCA可视化）以及ggrepel（标签定位）。GC-IMS使用VOCal软件内置的GC进行。使用保留指数（NIST 2020）数据库和IMS迁移时间数据库进行搜索和比较，以表征目标物质。VOCal数据处理软件中的Reporter、Gallery Plot和Dynamic PCA插件分别用于生成挥发性成分的3D光谱、2D光谱、差分光谱和指纹图，以及PCA图，以便比较样本间的VOCs。使用SIMCA 14.1软件进行了正交偏最小二乘判别分析（OPLS-DA），以评估不同干燥处理组之间的关系。原始峰强度数据在OPLS-DA之前进行了TIC归一化、log10转换和UV缩放。除非另有说明，模型参数设置为默认值。使用在线工具OmicStudio（https://www.omicstudio.cn/tool，访问日期2025年6月17日）生成了Radargrams。

3. 结果与讨论
3.1. 不同干燥方法对Astragalus membranaceus var. mongholicus切片颜色特性的影响
颜色一直是草药师和药剂师快速评估草药质量的视觉指标。不同干燥处理后Astragalus membranaceus var. mongholicus切片的外观显示在图S1中。不同干燥处理下Astragalus membranaceus var. mongholicus片段的颜色特性显示在表1中。经过HAD60处理后，片段的L*值显著降低，其次是HAD40处理，而FD处理的片段显示出相对较亮的颜色。随着温度的升高，还原糖和氨基酸之间的美拉德反应加速进行，生成棕色色素（色素类），从而降低了L值[21]。因此，与FD处理相比，HAD60和HAD40的较高干燥温度可能是切片亮度较低的原因[15,22]。
表1. 不同干燥方法处理的Astragalus membranaceus var. mongholicus片段的颜色特性。在新鲜样品的总色差（ΔE）方面，SHD处理的样品具有最低的ΔE值，表明颜色变化最小，而FD处理的样品具有最高的ΔE值。然而，新鲜切片不是最终产品；因此，较低的ΔE值并不一定表示更好的质量。相反，最佳的颜色质量是根据与药典描述的视觉一致性来确定的。2025年《中国药典》的第二部分记录了Astragalus membranaceus片段的表皮颜色为浅棕黄色或浅棕色，切割表面的质地类似“金杯银盘”或“菊花心”[5]。根据测试，使用这三种干燥方法获得的切片质量相对出色：HAD60（深黄色，L: 78.46 ± 5.09，a: 8.71 ± 1.70，b: 36.10 ± 0.87），SHD（亮金黄色，L: 82.61 ± 1.84，a: 7.50 ± 1.49，b: 31.59 ± 3.18），HAD40（亮深黄色，L: 79.36 ± 4.86，a: 8.31 ± 1.57，b*: 32.63 ± 2.27）。

3.2. 不同干燥方法对Astragalus membranaceus var. mongholicus切片微观结构的影响
3.2.1. FE-SEM分析
在干燥过程中，水分的丢失和热迁移会导致材料的微观结构发生不同程度的变化。不同干燥条件下Astragalus membranaceus var. mongholicus片段的微观结构显示在图1中（放大倍数为100×）。结果清楚地表明切片中存在大量导管。然而，在任何干燥条件下均未观察到导管结构的显著损伤。导管直径的微小变化不被认为是由处理方法引起的，因为这些变化可能源于切片平面或图像分辨率的问题。比较单位面积上的导管数量发现，SD、SHD和FD处理得到的导管密度高于热风干燥处理。这一结果表明热风干燥对导管结构造成的损伤更大。类似地，Lewicki等人观察到热风干燥的苹果细胞壁出现显著的破裂和折叠[23]。对于Astragalus membranaceus var. mongholicus切片，受损的细胞结构有助于生物活性成分的溶解。
图1. 不同干燥方法下Astragalus membranaceus var. mongholicus切片的FE-SEM显微图（100×，A–E）、表面粗糙度（F）和3D光学轮廓（G–L）：(A,G) 日晒干燥（SD）；(B,H) 阴凉干燥（SHD）；(C,I) 冻干（FD）；(D,J) 40°C热风干燥（HAD40）；(E,K) 60°C热风干燥（HAD60）；(L) 新鲜样品（FS）。(F)中的不同小写字母表示显著差异（p < 0.05，单因素方差分析，Tukey’s HSD）。在更高放大倍数（500×，图S2）下，可以看到导管附近有大量的淀粉颗粒。可见的完整淀粉颗粒数量因干燥方法而异：与SHD和FD处理的样品相比，SD处理的样品（见图S2A）和热风干燥处理的样品（见图S2D,E）中的淀粉颗粒较少。最近对豆类淀粉糊化行为的研究表明，在50–60°C的温度范围内，该过程主要以水分吸收和颗粒膨胀为特征[24]。因此，日晒干燥和热风干燥样品中淀粉的可见度降低可能是由于糊化作用，这改变了颗粒形态，使其在SEM下更难以分辨。

3.2.2. 3D光学轮廓分析
使用3D光学轮廓仪进一步观察了新鲜和不同干燥处理的Astragalus membranaceus var. mongholicus片段的形态变化，结果显示在图1中。在3D轮廓图中，红色和蓝色区域分别代表极高的表面突起和深的表面空腔。可以看出，SHD（图1H）和HAD40/60（图1J,K）样品显示出显著的不均匀性。Ra参数通常反映了切片表面的粗糙度。如图1F所示，不同干燥方法的Ra参数存在显著差异（p < 0.05）。HAD40处理的Ra值最高（50.73 μm），与其他处理相比。相比之下，HAD60处理的切片由于较高温度导致的淀粉糊化作用，其表面更为光滑，填充了表面的空隙[19]。与其他处理相比，SD处理的表面最为光滑且均匀，没有明显的峰谷结构（图1F,G）。这是因为SD干燥过程涉及渐进的自然脱水，可能促进细胞均匀收缩，最小化局部塌陷或起皱。

3.3. 不同干燥方法对Astragalus membranaceus var. mongholicus切片中挥发性成分相对信号强度的影响
3.3.1. 不同干燥方法处理的Astragalus membranaceus var. mongholicus片段的GC-IMS谱图分析
近年来，气相色谱-离子迁移谱（GC-IMS）被广泛用于区分不同干燥方法对中药的影响[26]。在本研究中，使用GC-IMS技术分析了经过不同干燥处理的Astragalus membranaceus var. mongholicus切片，以研究干燥方法对切片中挥发性物质的影响。作为纯粹的观察性描述，图S3A显示了挥发性成分的二维GC-IMS谱图。颜色表示物质的峰强度，从蓝色到红色，颜色越深表示峰强度越高。为了进一步直观比较不同干燥方法下Astragalus membranaceus切片中挥发性成分的差异，选择FS作为参考，从参考谱图中减去其他样品的谱图，得到差异比较图，如图2B所示。此外，不同干燥方法处理的Astragalus membranaceus片段的二维色谱图由气相色谱-离子迁移谱获得，显示在图S3B中。根据图2B和图S3A,B的视觉检查，可以观察到使用不同干燥方法处理的切片中存在的挥发性有机化合物在峰强度和轮廓上存在明显差异。
图2. 不同干燥处理下Astragalus membranaceus切片中挥发性有机化合物的三维GC-IMS谱图可视化及OPLS-DA分析。(A) 不同干燥方法（行）下挥发性化合物的heatmap。（B）与新鲜样品（FS参考）的差异指纹图。(C) OPLS-DA得分图。(D) VIP值图。Lava色的部分表示VIP > 1的关键差异化合物。注意：单因素方差分析（ANOVA）和Tukey’s HSD事后检验的结果表明，只有色谱峰10、11和21的相对信号强度没有显著差异（p < 0.05）。图2A显示了不同干燥方法下蒙古黄芪（Astragalus membranaceus var. mongholicus）切片中挥发物的指纹图谱。从这个观察结果来看，图表清楚地展示了每种样品类型的完整挥发性有机化合物信息，以及样品之间挥发性有机化合物的差异。值得注意的是，视觉检查发现SD和HAD60组中的C5–C9醛类化合物的相对信号强度显著高于其他处理组。一个初步的解释（需要进一步验证）是，这些化合物的富集可能表明SD和HAD60处理过程由于过高的温度或光照暴露导致蒙古黄芪切片中的脂质氧化增加[27,28]。然而，这一机制性假设应与直接观察数据区分开来，因为当前的结果并不能证明因果关系。

3.3.2. 结合OPLS-DA的GC-IMS分析不同干燥方法处理的蒙古黄芪片剂的挥发指纹和标记物
本研究使用GC-IMS技术分析了六种蒙古黄芪片剂的挥发性化合物及其相对信号强度。如表2所示，共检测到56个色谱峰，对应于42种独特的挥发性化合物（同一化合物的单体、二聚体和三聚体计为一种化学物质）。OPLS-DA模型进一步解析了组间差异，结果如图2C所示。不同干燥方法的切片显示出显著的分组特征。FD和HAD40样品的紧密聚类以及HAD40组内样品的接近重叠表明，在这种条件下化合物组成高度均匀。SHD、SD和HAD60样品聚类在同一区域，其中SHD和SD在空间上非常接近，反映了它们挥发性成分的高度相似性。模型参数表现优异（R2X = 0.916，R2Y = 0.939，Q2 = 0.885），均高于判别模型有效性阈值（>0.5），Hotelling’s T2分析验证所有样品都在95%的置信区间内，这表明该模型具有很强的解释力和预测能力。为了验证模型的可靠性，通过200次置换测试评估了过拟合的风险（图S4）。结果显示所有R2和Q2的值均低于替代保留值1.0，且Q2回归线的截距为负（-0.8），符合无过拟合的判别标准（截距<0），从而确认了模型的稳健性[29]。

表2. 蒙古黄芪切片中的挥发性成分清单。基于变量重要性投影（VIP）筛选出22个关键差异化合物（VIP > 1）作为标记物（图2D），包括醇类（六种）、醛类（六种）、酮类（两种）、酯类（一种）、羧酸（两种）、硫化物（两种）和醚类（三种）。具体来说：乙酸（M/D）、1-己醇（M）、1-壬醛、3-羟基-2-丁酮（D）、1,8-桉叶油醇（M/D）、庚醛（D）、1-己醛（M）、乙醇、乙酸乙酯、2-丙酮、二甲基硫化物和1-丙酮、己醛（M）、乙醇、乙酸乙酯、2-丙酮、二甲基硫化物（M/D）、乙醛（M/D）、2-乙基己醇、1-戊醇（M）、四氢呋喃（D）、1- Octen-3-ol、2-甲基-2-戊烯醛和1-丙醇。上述挥发性化合物（1,8-桉叶油醇除外（M/D，p > 0.05）可以作为区分不同干燥方法的特征标记物，并将用于后续的多维分析和综合评估。需要注意的是，虽然这些标记物在统计上具有区分性，但其生物学或化学解释需要额外的实验验证以建立机制联系。

3.4. 不同干燥方法对蒙古黄芪切片抗氧化能力的影响
鉴于单一抗氧化剂测定无法系统地评估植物的抗氧化能力，本研究采用了三种不同的方法（ABTS、FRAP和DPPH）来评估干燥后的蒙古黄芪切片的抗氧化活性。然而，重要的是要注意这三种测定基于不同的反应机制（例如，DPPH和ABTS方法测量自由基清除能力，而FRAP方法测量还原能力），因此不应将它们视为可互换的整体抗氧化能力指标而不加进一步讨论。此外，研究表明植物中的总酚类、总糖和总黄酮与抗氧化能力有关[18,30]。因此，本研究测量了这些成分的变化。图3A–F显示了不同干燥方法对蒙古黄芪切片抗氧化能力的影响。结果显示，SHD具有良好的DPPH自由基清除活性，清除率为64.89%，而HAD60的清除率最低，为17.22%。一种可能的解释是适度加热可以提高清除率，但过高的温度可能导致抗氧化剂分解，从而降低自由基清除能力[31]。HAD40处理显示出相对较高的ABTS自由基清除能力（46.05%），与HAD60（44.11%）和SHD（42.92%）相当，前三者之间没有统计学上的显著差异（图3B）。所有处理的效果按降序排列为：HAD40（46.05%）> HAD60（44.11%）> SHD（42.92%）> SD（41.59%）> FD（36.09%）。同样，SHD处理产生的FRAP含量最高，达到1.47 μmol/mL，其次是其他处理：SHD（1.47 μmol/mL）> HAD60（1.40 μmol/mL）> FD（1.35 μmol/mL）> HAD40（1.29 μmol/mL）> SD（1.21 μmol/mL）。与Xue等人的研究结果一致，不同的干燥条件导致DPPH和ABTS值的变化[31]。总之，所有三种干燥方法都显著改变了蒙古黄芪切片的抗氧化能力，每种测定的背后的机制似乎对特定的干燥条件敏感。

图3. 不同干燥方法对蒙古黄芪切片抗氧化能力和活性成分含量的影响。(A–C) 抗氧化剂测定：(A) DPPH，(B) ABTS，(C) FRAP。(D–F) 总含量：(D) 糖类，(E) 酚类，(F) 黄酮类。(G–R) 单个活性成分（结构和鉴定见补充材料）。不同的小写字母表示显著差异（p < 0.05，单因素方差分析，使用Tukey’s HSD）。如图3D–F所示，不同干燥方法之间的总糖含量没有显著差异，因为所有组别的水平相似。Yang等人的研究表明，植物中的水分损失会导致细胞组织内可溶性糖浓度的逐渐增加[32]。所有干燥过程中的糖代谢可能主要受水分损失的影响，因此观察不到显著差异。FD样品的总酚含量最高（6.27 mg/g，p < 0.05）。其他四种处理方法的总酚含量按降序排列为：HAD40（4.87 mg/g）> HAD60（4.58 mg/g）> SD（4.46 mg/g）。FD和HAD40样品的总黄酮含量最高（2.94 mg/g，p < 0.05）。其他三种处理方法的总黄酮含量按降序排列为：HAD60（2.55 mg/g）> SHD（2.34 mg/g）> SD（1.95 mg/g）。Xing等人在他们的紫苏叶研究中也发现了类似的结果[33]。我们将这些测量结果作为观察数据呈现。尽管总酚类、黄酮类和糖类的趋势与某些抗氧化剂测定结果相关，但我们尚未建立因果关系。

3.5. 不同干燥方法对蒙古黄芪切片活性成分含量的影响
传统中药中的活性成分与其治疗效果密切相关，其中一些活性成分甚至被用作质量标记物（Q-标记物）来评价中药的质量[17]。本研究检测到了13种代表性活性成分，这些活性成分混合物的UPLC-MS/MS离子流色谱图见图S5。UPLC-MS/MS峰的m/z值列在表S2中。结果显示，除了orientin（图S6）外，其他12种活性成分在不同干燥方法之间存在显著差异（图3G–R）。与FS处理相比，FD处理的蒙古黄芪切片中的astragaloside I、astragaloside II、soyasaponin I和soyasaponin II含量降低。相比之下，其他干燥方法处理的切片中这些活性成分的含量高于FS处理组。与其他干燥方法相比，FD处理导致某些皂苷的保留水平较低，尽管在保持总酚类等成分方面表现出优势。Kim等人在人参不定根中也得到了类似的结果[34]。热风干燥样品中的astragaloside IV和calycosin-7-O-β-D-glucoside含量显著高于其他样品（图3G,H，p < 0.05）。值得注意的是，它们是2025年版《中国药典》中详细列出的唯一关键活性成分[5]。这表明热风干燥在保留蒙古黄芪切片中的关键活性成分方面具有显著优势。

3.6. 多变量分析揭示干燥方法对蒙古黄芪切片中关键活性成分和抗氧化活性的影响
3.6.1. 主成分分析揭示干燥方法对皂苷保留率和抗氧化能力的影响
先前的研究表明，蒙古黄芪的抗氧化能力与其所含活性成分的丰度和多样性显著正相关[35]。本节使用主成分分析（PCA）系统评估了不同干燥方法对蒙古黄芪切片中活性成分保留率和抗氧化活性的影响。如图4A所示，PCA结果显示前两个主成分的累积贡献率达到74.6%，足以解释数据集中的变化特征。具体来说，主成分1（PC1，占方差的46.7%）与其正侧的抗氧化指标（FRAP、ABTS）和活性成分（总黄酮类、calycosin-7-O-β-D-glucoside）显著正相关（PC1+）（图4B）。这表明PC1+全面表征了片剂的抗氧化潜力及其苷类成分的保留水平。主成分2（PC2，占方差的27.9%）与其正侧的皂苷成分（soyasaponin II、astragaloside II、isoastragaloside I、astragaloside IV）显著相关（PC2+）。这表明PC2+反映了皂苷成分的稳定性。

图4. 多变量分析揭示干燥方法对蒙古黄芪切片生物活性成分和抗氧化活性的影响。(A) 主成分得分图。(B) 主成分载荷图。(C) 活性成分和抗氧化活性的层次聚类热图，行和列根据相关距离和平均链接进行聚类。红色 = 高活性，蓝色 = 低活性。(D) 活性成分与抗氧化活性之间的相关热图。大热图：所有样品中单个生物活性成分与抗氧化活性之间的成对相关矩阵。小热图：分组类别（黄酮类、皂苷类、抗氧化剂测定、碳水化合物、酚类化合物）之间的相关矩阵。进一步分析显示，SHD、HAD40和HAD60样品都分布在美国PC1+/PC2+象限内，表明它们同时表现出较高的抗氧化活性和皂苷保留率。其中，HAD40、HAD60和SHD都位于PC1+/PC2+象限内，表明其抗氧化活性和皂苷保留率普遍高于SD和FD。然而，没有一种方法在所有指标上都优于其他方法：SHD的FRAP最高，FD的总酚类最高，HAD40在ABTS和某些苷类成分方面表现优异。这些发现与Salamatullah等人的结论一致，表明热风干燥在保持某些植物的抗氧化能力和减少特定生物活性成分的损失方面相对优越[36]。总之，HAD40是一个平衡的选择，在ABTS和某些皂苷及苷类方面表现优越，但在所有维度上并不全面优于其他方法。

3.6.2.通过聚类和相关性分析揭示了不同干燥方法处理后的黄芪蒙古变种（Astragalus membranaceus var. mongholicus）切片中的成分特异性保留模式和成分间相互作用。对不同干燥处理后的黄芪蒙古变种切片进行聚类分析（图4C）后发现了一个明显的分类模式：SD和FD聚在一起，HAD40和HAD60形成了另一个明显的组，而SHD和FS则构成了独立的组。这种聚类结果与图4A观察到的空间分布高度吻合，进一步证实了干燥方法对样品化学成分的系统性影响。与FS组相比，干燥处理组的黄酮苷类化合物含量显著增加，如毛花菜苷-7-O-β-D-葡萄糖苷、氧诺宁和芹菜苷-7-O-β-D-葡萄糖苷，而甘草素苷的含量明显减少。现有研究表明这些化合物具有显著的药理活性。毛花菜苷-7-O-β-D-葡萄糖苷通过激活AMPK信号通路抑制肝细胞中的脂质积累[37]；氧诺宁在体外模型中显示出显著的抗癌潜力[38]；芹菜苷-7-O-β-D-葡萄糖苷对脂多糖诱导的炎症的抑制作用已通过动物实验得到验证[39]；甘草素苷可能通过抑制炎性小体的激活来缓解肾炎症[40]。这些结果共同表明，干燥方法有效地保留了黄芪蒙古变种切片中的药理活性成分。

为了阐明干燥过程中化学成分和抗氧化特性的变化模式，本研究进一步采用了Spearman相关性分析。结果显示总黄酮含量与FRAP（r = 0.71）和ABTS（r = 0.37）之间存在正相关。这一发现与Bozku?等人的结论一致，他们认为蜂蜜中的黄酮与抗氧化活性之间存在强烈的正相关[41]。值得注意的是，大多数皂苷成分（例如， astragaloside I、isoastragaloside II）不仅聚在一起，而且在图4C中还与DPPH和ABTS等抗氧化指数显示出强烈的关联。其中，异黄芪苷I与ABTS之间的关联尤为显著。同样，Zhang等人也证明了燕麦皂苷对DPPH自由基、羟基自由基（OH）和超氧阴离子（O2?）的清除效率与其浓度呈剂量依赖性的正相关[42]。然而，如图4D所示，部分皂苷成分（例如，astragaloside I：r = ?0.31，soyasaponin I：r = ?0.31）与FRAP呈负相关。这表明切片中皂苷与抗氧化能力之间的关系是复杂且多维的。此外，总糖含量与抗氧化指数（r = 0.60）也显示出强烈的正相关，表明糖类可能通过与酚类和黄酮的协同作用来增强抗氧化能力[43]。这表明总糖可以作为评估黄芪蒙古变种切片抗氧化潜力的有效指标。

3.7 多维分析揭示了干燥方法对黄芪蒙古变种切片质量的影响

3.7.1 网络分析提出了由HAD40驱动的黄芪蒙古变种切片质量属性的潜在级联调控假说

为了全面表征不同干燥方法对黄芪蒙古变种切片的影响，本研究基于Spearman相关性分析构建了一个交互网络（p < 0.05，|r| > 0.75）（图5A，表S3）。该网络包括了四个颜色特征指标、三个微观结构指标、13种活性成分以及切片的56个色谱峰（代表42种挥发性化合物）。交互网络显示切片微观形态参数之间具有高度一致性：Ra与Rp（r = 0.94）、Ra与Rq（r = 0.94）以及Rp与Rq（r = 1）。这表明这些参数可以作为表征切片物理特性的可靠指标。所有微观形态参数都与异黄芪苷I和astragaloside IV显示出显著的正相关（p < 0.05，r > 0.75），据推测，切片表面粗糙度的增加可能会提高这两种化合物的含量。astragaloside IV的抗氧化活性已被广泛证实[44,45]。在本研究中，astragaloside IV的含量与ABTS自由基清除能力呈直接正相关（r = 0.83）。ABTS清除能力与1,8-桉叶油烯（M）呈负相关（r = ?0.89），但与烯丙基硫化物（r = 0.89）和甘草素苷（r = 0.94）呈正相关。这表明像桉叶油烯这样的挥发性化合物可能对抗氧化活性有拮抗作用，而硫化物和黄酮类化合物可能协同增强这种活性[46,47]。Rodenak-Kladniew等人进一步证明，从桉树精油中分离出的主要成分1,8-桉叶油烯会诱导活性氧（ROS）的产生，与其潜在的抗氧化-拮抗作用一致[48]。有趣的是，总黄酮含量与乙醛（r = 0.94）呈正相关，但与1-戊烯-3-醇（r = ?0.94）呈负相关。黄酮的积累与氧化产物（乙醛）的增加同时发生，这意味着它们不仅可能作为抗氧化剂，还可能作为系统内对氧化应激的响应分子。颜色差异指数?E与总黄酮（r = 0.94）、总酚类（r = 0.94）和毛花菜苷-7-O-β-D-葡萄糖苷（r = 0.94）显示出异常强的正相关。此外，?E与美拉德反应标志物乙醛（r = 0.89）和2-甲基呋喃（r = 0.83）同步增加，但与1-戊烯-3-醇（r = ?0.89）和3-羟基-2-丁酮（r = ?0.94）呈负相关。总之，作为一个综合的颜色指标，?E与氧化产物（美拉德反应）和抗氧化剂（黄酮/酚类）有很强的相关性，可能直接反映系统的氧化还原状态。因此，我们推测?E可以作为评估切片氧化还原状态的重要指标。

图5. 不同干燥方法处理后的黄芪蒙古变种切片的功能属性和质量指标的全面评估。(A) 黄芪蒙古变种切片中功能模块的交互网络（|r| > 0.75，p < 0.05）。不同颜色代表不同的模块。节点大小反映了连接性。(B) 不同干燥方法下的功能模块表达谱。(C) 多参数综合评估的雷达图。C7G：毛花菜苷-7-O-β-D-葡萄糖苷；AS-II：astragaloside II；SS-II：soyasaponin II；20：n-戊醛；16：1-己醛（D）；43：丁醛（D）。基于观察到的强相关性（粗糙度与astragaloside IV：r = 0.94；astragaloside IV与ABTS：r = 0.83；ABTS与b*：r = 0.89），我们假设了一个潜在的级联关系：微观结构粗糙化 → astragaloside IV含量增加 → 抗氧化活性增强 → 颜色特性变化（例如，b*）。然而，需要强调的是，这些相关性并不表明因果关系，因为所有变量可能都独立受到加工温度和其他干燥条件的影响。因此，这一提出的级联关系应被视为一个工作假设，而不是已经被证实的机制。需要进一步的实验验证（例如，途径抑制或基因操作）来确立因果关系。

3.7.2 功能模块表达谱清晰地展示了HAD40样品的优秀特性

根据交互网络，Leiden算法根据每个指标的功能特性识别出七个功能模块。网络显示出显著的模块性，模块性值大于0.3（Q = 0.597）。每个模块的具体组成详细列在表S4和S5中。为了阐明不同功能模块对干燥方法的响应特性，进一步绘制了模块表达谱，提供了每种模块在不同干燥方法下的整体表达模式（图5B）。如表S5所示，功能模块1整合了颜色参数（L*，a*）、皂苷活性成分（astragaloside II、brachyoside B）、抗氧化能力（FRAP）和C3-C5醇类挥发物。该模块显示了颜色变化、皂苷转化和小分子醇类挥发物生成之间的关联。功能模块2聚集了微观结构参数（Ra、Rp、Rq）、多种皂苷（五种类型）和强抗氧化指标（ABTS），并与含硫挥发物（烯丙基硫化物）相关。这表明微观结构的变化可能会影响皂苷的释放和抗氧化活性，而硫化物可能是干燥过程中形成特征风味化合物的关键载体。该模块反映了微观结构变化、皂苷释放和抗氧化活性之间的关联。在功能模块3中，颜色差异指标（?E）与黄酮苷类（毛花菜苷-7-O-β-D-葡萄糖苷、木犀草素-7-O-葡萄糖苷）和抗氧化指标（总黄酮、DPPH）显示出协调的关联，并驱动了乙醛和乙醇等挥发物的变化。该模块表明颜色差异的变化与黄酮苷类的转化显著相关，且乙醛类化合物可能来源于黄酮的氧化降解。该模块指出了一个涉及抗氧化活性、黄酮苷类转化和乙醛代谢的综合过程。功能模块4聚集了黄酮苷类（氧诺宁、芹菜苷）、总酚类、苯甲醛和呋喃类挥发物（例如，2-甲基呋喃）。这表明酚酸和黄酮苷类可能协同促进抗氧化活性，而呋喃化合物可能反映了苷类的热解产物。功能模块5显示了皂苷（astragaloside I、soyasaponin I）、总糖和丙酮酸相关代谢物以及醋酸挥发物之间的强关联。该模块表明皂苷和糖可能共享生物合成途径，而丙酮酸衍生物表明了糖酵解活性。功能模块6显著富含C6-C10醛类和酮类。这些长链羰基化合物是脂质氧化的特征产物，反映了干燥过程中的脂质降解程度。如图5B所示，不同干燥方法处理的黄芪蒙古变种切片样品在功能模块中的表达水平存在显著差异。SHD样品在模块2、6和7中表现出高表达水平。这表明该过程与切片微观结构的粗糙度增加（模块2）、脂质降解增强（模块6）和多不饱和脂肪酸（PUFAs）的氧化（模块7）显著相关。SD样品在模块6中的表达水平显著升高，这可能表明该过程与促进脂质降解密切相关。FD样品在模块2、6和7中的表达水平非常低。这表明该过程与抑制脂质降解（模块6）、多不饱和脂肪酸（PUFAs）的氧化（模块7）以及切片表面粗糙度和皂苷释放的减少（模块2）强烈相关。HAD40样品在模块2和5中表现出强表达。这表明该过程与切片表面微观粗糙度的增加、皂苷的释放、抗氧化活性的增强（模块2）以及与皂苷、糖基团和丙酮酸代谢相关的活性的增强有关。值得注意的是，HAD40显示出与所提出的级联网络中积极角色一致的表达模式。HAD40样品在模块2和5中表现出高表达，其中包括微观结构参数、astragaloside IV和抗氧化指标，支持HAD40可能增强这些关联属性的假设。然而，这种解释仍然具有相关性。此外，HAD40样品在模块6和7中的表达水平较低。这表明它可能有效抑制脂质降解（模块6）和PUFA氧化（模块7）。与HAD40样品相比，HAD60样品与抗氧化活性（与模块2和5相关）的相关性较弱，但与脂质降解（模块6）和多不饱和脂肪酸（PUFA）氧化（模块7）的相关性较强。这表明过高的干燥温度可能损害了片剂的整体质量。总之，在我们的多维评估框架内，经过HAD40处理的黄芪蒙古变种切片表现出最平衡的整体质量。

3.7.3 多参数评估验证了HAD40是黄芪蒙古变种切片的最优干燥方法

为了客观比较各种干燥方法，我们首先将黄芪蒙古变种片剂的“整体质量”定义为优先考虑以下方面的平衡谱：(1) 药典生物活性成分的保留（astragaloside IV和毛花菜苷-7-O-β-D-葡萄糖苷）；(2) 抗氧化能力；(3) 最小的脂质氧化；(4) 适当的物理微观结构（与可提取性相关）；以及 (5) 与药典描述的颜色一致性。在此定义中，药典标记物和抗氧化活性被赋予了首要重要性，因为它们直接关系到效果，而颜色和物理微观结构虽然次要但仍被考虑。评分公式中没有明确的应用权重，只是每种选定的指标贡献相等。选择每个具体指标的理由如下：ΔE值是最佳反映颜色分析中质量的指标。此外，网络分析结果显示ΔE与总黄酮类化合物、总酚类化合物和花甙元-7-O-β-D-葡萄糖苷之间存在强相关性（相关系数均为0.94）。而且，ΔE值还能反映美拉德反应的进展。因此，ΔE值是最佳反映样品整体氧化还原状态的指标。Ra值反映了物理粗糙度，这直接影响活性化合物的洗脱；此外，它与黄芪甲苷IV和异黄芪甲苷I之间存在显著的正相关性（相关系数大于0.75）。这一关联表明表面粗糙度可能与关键皂苷的提取率或保留有关，尽管还需要进一步的实验验证。关于抗氧化能力，我们同时采用了ABTS方法（用于检测自由基清除能力）和FRAP方法（用于检测还原能力），因为这两种方法可以分别测量不同的抗氧化机制。结合这两种检测方法可以获得比单独使用一个指标更准确和全面的评估结果。在这些指标中，三种活性成分的PCA负荷最高（见第3.6.1节），这些成分正是具有最显著药理作用的皂苷和黄酮类化合物。此外，这三种醛类化合物在OPLS-DA分析中的负荷也最高；作为脂质氧化的指标，它们反映了干燥过程中脂质热氧化的程度。

在数据标准化过程中，每个参数都转换为相对于表现最佳样品的百分比值。对于“数值越高越好”的指标（Ra、三种活性成分、ABTS、FRAP），计算标准化值（%）的公式为：(X/Xmax) × 100%。对于“数值越低越好”的指标（ΔE、三种醛类），计算标准化值（%）的公式为：(X/Xmax) × 100%。每种干燥方法的综合得分使用以下公式计算：Σ（“数值越高越好”指标的标准化值）? Σ（“数值越低越好”指标的标准化值）。在这里，Ra、三种活性成分、ABTS和FRAP都是“数值越高越好”的指标，而ΔE和三种醛类是“数值越低越好”的指标。雷达图（图5C）提供了每个指标数值的直观概览。没有一种方法在所有指标上都优于其他方法：例如，FD的ΔE值最低，表明其颜色保留能力最强；而HAD60的FRAP值最高。然而，HAD40在所有指标上的表现最为均衡：它在Ra值、活性成分含量和抗氧化能力方面都名列前茅，同时保持较低的ΔE值和相对较低的醛类信号强度。各指标的得分如下：HAD40得分为3.85分，FD得分为2.84分，HAD60得分为2.07分，SHD得分为1.71分，SD得分为0.79分，FS得分为2.45分（仅供参考）。

HAD40获得了最高的综合得分（3.85分），主要是因为它在所有三个“数值越高越好”的类别（Ra、活性成分、抗氧化能力）中都名列前两名，同时在“数值越低越好”的类别（低ΔE和低醛类）中也表现良好。相比之下，FD的ΔE值和总酚类化合物含量很高，但在皂苷和ABTS方面的得分较低；SHD的FRAP值很高，但醛类含量较高（脂质氧化）；HAD60的FRAP值很高，但ΔE值和醛类含量也较高。因此，HAD40的优势在于其表现均衡且没有明显弱点。然而，这一结论取决于我们对整体质量的定义。如果不同的应用更重视总酚类化合物而不是皂苷，FD可能更合适；如果唯一目标是最大的还原能力，可以选择HAD60。评分系统和数据是透明的，允许进行不同的解释。这一结论与第3.7.2节中关于功能模块表达的分析结果一致：HAD40激活了第2和第5个有益的功能模块，同时抑制了与脂质氧化相关的第6和第7个功能模块。

3.8 本研究的范围及未来多尺度成像工作的考虑
本研究建立了一个多维度评估框架，用于比较不同的干燥方法。有几个方面值得进一步研究。首先，未来研究中持续监测干燥动力学将有助于揭示脱水速率与生物活性成分保留之间的关系。其次，控制环境研究有助于区分温度、光和气流的单独影响——特别是对于自然干燥方法。第三，全面的分析验证（例如UPLC-MS/MS的日内/日间精度、GC-IMS标记物的真实标准、不同放大倍数的多尺度成像）将提高未来方法的稳健性。第四，相关性级联假设（粗糙度→黄芪甲苷IV→抗氧化活性）需要通过直接实验进行验证，如表面修饰或控制提取研究。第五，可以将额外的质量属性（能量消耗、复水能力、微生物稳定性和感官特性）纳入未来的综合评估中。最后，需要多批次和多来源的验证来确认观察到的干燥方法排名的普遍适用性。

4. 结论
本研究使用多维模型（颜色、微观结构、挥发物、生物活性成分、抗氧化活性）系统评估了五种用于蒙古黄芪（Astragalus membranaceus var. mongholicus）切片的干燥方法。主要发现如下：（1）干燥方法之间存在显著差异。没有一种方法在所有指标上都优于其他方法。冷冻干燥最好地保留了总酚类化合物，而阴干方法显示出较高的DPPH和FRAP值。（2）40°C的热风干燥（HAD40）表现均衡。根据我们预先定义的质量标准（优先考虑药典标记物、抗氧化能力、低脂质氧化、微观结构和颜色），HAD40获得了最高的综合得分。该方法与表面粗糙度增加、黄芪甲苷IV和花甙元-7-O-β-D-葡萄糖苷含量升高、ABTS活性增强以及与脂质氧化相关的醛类降低相关。然而，这一排名取决于具体的评估标准。（3）观察到强烈的相关性（粗糙度与黄芪甲苷IV：r = 0.94；黄芪甲苷IV与ABTS：r = 0.83）。基于此，我们提出了一个可检验的假设：HAD40可能通过增加表面粗糙度来提高皂苷的提取率/保留率，从而增强抗氧化活性。需要通过直接实验进行验证。

补充材料
以下支持信息可以在以下链接下载：https://www.mdpi.com/article/10.3390/separations13050146/s1
- 图S1：不同干燥处理下蒙古黄芪切片的外观；
- 图S2：不同干燥条件下蒙古黄芪切片的微观结构（放大倍数为500倍）；
- 图S3：三维GC-IMS光谱可视化。（A）GC-IMS地形图；（B）不同处理方法的三维光谱；
- 图S4：200替代测试的交叉验证图；
- 图S5：13种活性物质混合对照溶液在正模式下的UPLC-MS/MS离子色谱图；
- 图S6：不同干燥样品中的奥里廷含量；
- 表S1：13种蒙古黄芪活性成分的UPLC-MS/MS校准参数、回归方程和灵敏度；
- 表S2：13种蒙古黄芪活性成分的质量光谱信息和保留时间；
- 表S3：7个功能模块的成分组成；
- 表S4：7个功能模块的结构组成；
- 表S5：7个功能模块的成分组成。