《mSystems》：Bacterial supplementation shapes honey bee gut microbiota and host metabolism under controlled and field conditions
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肠道细菌对蜜蜂（Apis mellifera）健康至关重要，可支持消化、免疫以及对多种胁迫因子的适应韧性。基于益生菌（probiotic）的策略已被提出用于增强肠道核心共生菌，但其潜在机制以及环境背景对这些效应的影响尚未得到充分阐明。本研究考察了源自肠道的细菌
肠道细菌对蜜蜂（Apis mellifera）健康至关重要，可支持消化、免疫以及对多种胁迫因子的适应韧性。基于益生菌（probiotic）的策略已被提出用于增强肠道核心共生菌，但其潜在机制以及环境背景对这些效应的影响尚未得到充分阐明。本研究考察了源自肠道的细菌补充对蜜蜂肠道微生物组（microbiome）、蛋白质组（proteome）和代谢组（metabolome）的影响，覆盖3种条件：（i）受控笼养条件，（ii）允许与巢伴接触的半受控笼养条件，以及（iii）田间条件。处理组接受含有 Lactobacillus helsingborgensis、Lactobacillus apis、Bifidobacterium choladohabitans 和 Bifidobacterium polysaccharolyticum 的细菌补充剂，而对照组仅接受蔗糖溶液。研究人员对10日龄蜜蜂的肠道样本进行了分析。补充组蜜蜂表现出 Bifidobacterium 和 Lactobacillus 的强烈肠道定植，尤其是在受控和半受控条件下。在田间条件中，L. helsingborgensis 在处理组中仍保持显著富集，表明其在自然蜂群环境中具有短期生态韧性。补充组蜜蜂的蛋白质组变化包括：主要蜂王浆蛋白前体（major royal jelly protein precursors）和线粒体相关蛋白丰度升高，同时若干参与肽生物合成与细胞蛋白质质量控制的核糖体及翻译相关蛋白丰度降低。代谢组分析揭示了3种条件下可重复的变化。处理组表现出更高浓度的微生物发酵产物，如乙酸（acetate）、琥珀酸（succinate），以及潜在神经调节代谢物，如鸟氨酸（ornithine）、γ-氨基丁酸（γ-aminobutyrate，GABA）；而与对照相比，蔗糖、N-乙酰氨基葡萄糖（N-acetylglucosamine）和尿苷（uridine）则持续处于较低水平。这些发现强调了细菌补充对蜜蜂肠道生理具有可重复且依赖环境背景的影响，并为解释基于微生物组的传粉者健康干预提供了框架。
该文发表于《mSystems》，围绕“益生性细菌补充能否在不同生态背景下稳定改善蜜蜂肠道系统”这一关键问题展开。蜜蜂（Apis mellifera）作为重要传粉昆虫，其群体衰退与病原体、农药及环境压力等多重胁迫密切相关。近年来，肠道微生物群被认为是维持蜜蜂营养利用、免疫稳态、解毒能力和行为调控的重要内在因素。成年蜜蜂肠道微生物组成相对简单，但具有高度宿主适应性，核心类群主要包括 Bifidobacterium、Lactobacillus、Bombilactobacillus、Gilliamella 和 Snodgrassella。这些共生菌失衡可导致宿主生理功能受损，因此，利用益生菌补充、肠道匀浆移植以及工程化共生菌等策略提升蜂群健康，已成为研究热点。然而，既往研究结论并不一致：实验室条件下观察到的有益效应，在自然蜂群中往往减弱甚至消失，提示环境背景和社会接触可能深刻影响干预结果。正是在这一现实问题推动下，研究人员设计了跨受控、半受控和田间3种条件的比较研究，以从微生物群、蛋白质组与代谢组多个层面系统评估蜂源细菌补充的真实效应及其情境依赖性。
研究人员提出的核心假设是：来源于蜜蜂肠道的 Lactobacillus 和 Bifidobacterium 菌株补充，能够增强核心共生菌定植，并重塑宿主代谢与肠道蛋白丰度。基于此，研究分别在严格限制自然微生物获取的受控笼养条件、允许少量巢伴接触的半受控笼养条件，以及自然蜂群环境下的田间条件中开展实验，并在补充组与仅喂食蔗糖的对照组之间进行比较。总体结论表明，细菌补充确实可在不同程度上改变蜜蜂肠道生态与宿主生理，但这种效应具有明显的环境背景依赖性：在实验室笼养条件下，Bifidobacterium 和 Lactobacillus 的定植最为显著；在田间条件下，整体微生物群重塑较有限，但 Lactobacillus helsingborgensis 仍可在补充后第10天保持显著富集，显示出短期生态保持能力。蛋白质组与代谢组层面亦观察到与补充相关的稳定变化，说明该干预不仅影响菌群组成，也影响宿主代谢状态和蛋白表达格局。这一结果的重要意义在于，它为评估传粉昆虫微生物组干预提供了更接近实际应用情境的整合证据，并提示未来益生菌设计应充分考虑生态适配性，而非仅追求实验室中的定植效果。
在技术方法上，研究采用了多组学（multi-omics）联合分析策略。样本来源包括捷克两地蜂群的新羽化工蜂，其中笼养实验设置受控组、补充组、带巢伴对照组和带巢伴补充组，田间实验设置蜂群对照组与蜂群补充组。微生物群分析基于16S rRNA基因V3–V4区扩增子测序，并通过DADA2、BEExact数据库和系统发育分析进行分类注释；蛋白质组学仅用于笼养样本，采用无标记定量液相色谱-串联质谱（label-free quantitative LC-MS/MS）；代谢组学覆盖全部实验，使用
1H核磁共振（NMR）检测肠道代谢物；统计分析结合主成分分析（PCA）、Wilcoxon秩和检验、Benjamini–Hochberg多重校正、差异蛋白火山图与基因本体（GO）富集分析。
在研究结果部分，作者首先报告了“Bifidobacterium and Lactobacillus consistently enriched in supplemented bees”。通过3组实验的16S rRNA分型，研究人员发现，在受控笼养条件下，对照组因自然微生物获取受限而以非核心菌 Bombella 等占优，而补充组则出现 Bifidobacterium 和 Lactobacillus 的高丰度富集，说明补充菌在实验室条件下能够有效建立定植。在半受控条件下，补充组相较带巢伴对照组也表现出 Lactobacillus 和 Bifidobacterium 增加趋势，但由于个体间差异较大，未达到统计学显著，提示社会传播造成的微生物输入可能增加菌群变异。在田间实验中，属水平差异整体较小，但种水平上 L. helsingborgensis 在补充组显著富集，说明在自然蜂巢环境中，该菌种仍具有一定短期保留能力。作者据此认为，细菌补充在实验室条件下可可靠促进核心共生菌建立，而田间应用成效则受到原有群落结构、生态位竞争和环境筛选的限制。
第二部分结果为“Bacterial supplementation influence on host gut proteome responses”。研究人员利用无标记定量蛋白质组学分析笼养实验肠道蛋白表达，主成分分析显示补充组与对照组在蛋白丰度模式上出现清晰分离，证明细菌补充可诱导宿主层面的分子响应。在受控条件下，补充组与对照组比较共发现113个统计学显著差异丰度蛋白，其中47个同时满足倍数变化和显著性阈值。补充组主要蜂王浆蛋白前体 MRJP1 和 MRJP5 显著升高，并富集于蜂王浆蛋白、防御反应和细胞杀伤相关GO条目；相反，对照组则表现出更多核糖体蛋白和翻译相关蛋白，如60S核糖体蛋白L8和40S核糖体蛋白S18丰度较高，对应细胞质翻译和肽生物合成通路富集。在半受控条件下，补充组虽未检出显著GO富集通路，但手工检视显示其脂质代谢和线粒体蛋白稳态相关蛋白上升，如酰基辅酶A结合蛋白、delta(3, 5)-delta(2, 4)-dienoyl-CoA异构酶、GrpE homolog 和 Mic10；而对照组则富集更多核糖体蛋白及应激相关蛋白，包括热休克蛋白 cognate 3 前体和UBX结构域蛋白4，并关联内质网（ER）相关蛋白降解和未折叠蛋白反应通路。综合来看，细菌补充可引发具有组别特异性的宿主蛋白质组重编程，表现为蜂王浆蛋白、线粒体相关蛋白上调，以及翻译与部分应激相关蛋白下调。
第三部分结果为“Gut metabolic alterations under bacterial supplementation and consistent trends across experimental conditions”。基于
1H NMR代谢组学，研究共鉴定出57种肠道代谢物，涵盖氨基酸、胺类、糖类、脂类、嘌呤/嘧啶代谢物、硫化合物、酚酸及羧酸/羟酸/脂肪酸等。主成分分析显示，两组笼养实验中补充组与对照组分离清晰，田间实验虽组内波动更大，但仍可见一定区分。进一步比较发现，尽管田间条件下显著差异较少，但仍有11种代谢物在3种实验背景下呈现一致变化趋势，提示即便在自然环境噪音较高的情况下，细菌补充仍会引发可重复的代谢偏移。
在“Bacterial supplementation and microbial fermentation products”小节中，研究人员发现琥珀酸和乙酸这两类关键微生物发酵产物在所有补充组中均升高。受控和半受控条件下升幅尤为明显，提示补充的 Lactobacillus 与 Bifidobacterium 已积极参与肠道发酵过程并融入微生物代谢网络。作者指出，这些代谢物不仅有助于维持厌氧环境和群落稳定，也可能作为宿主代谢调节信号。与之对应，蛋白质组数据中葡萄糖脱氢酶和NADH脱氢酶丰度增加，支持宿主能量代谢状态发生变化。此外，半受控补充组中二氢咖啡酸、二甲胺和去氨基酪氨酸升高，提示巢伴传播微生物与补充菌之间可能存在协同代谢作用。
在“Increased neuroactive metabolites in bacteria-supplemented bees”小节中，细菌补充与多种具有神经调节潜力的代谢物升高相关，尤其是在半受控条件下，γ-氨基丁酸（GABA）和鸟氨酸显著高于对照组，β-丙氨酸亦表现出跨实验一致的升高趋势。由于这些化合物与蜜蜂的感觉处理、学习记忆、运动控制和社会行为有关，结果提示肠道菌补充可能影响肠-脑相关代谢轴。不过作者明确指出，本研究未进行行为学验证，因此这些代谢变化的神经功能意义仍需后续实验直接检验。与此同时，蛋白质组中气味结合蛋白丰度增加，也为感觉相关调节提供了侧面线索。
在“Lower carbohydrate metabolites in bacteria-supplemented bees”小节中，补充组蔗糖、N-乙酰氨基葡萄糖（GlcNAc）和尿苷浓度低于相应对照组，其中GlcNAc和尿苷与己糖胺生物合成通路及UDP-GlcNAc生成有关，而UDP-GlcNAc是蛋白糖基化、几丁质合成和上皮维持的重要底物。研究人员据此认为，补充组较低的这些代谢物水平可能反映出细菌对膳食糖的发酵利用增强，以及宿主和微生物回收代谢状态发生改变。蛋白质组学中翻译、肽生物合成、ER相关降解和未折叠蛋白应答相关蛋白在补充组下降，也与这种代谢背景形成组水平上的一致对应关系。但作者同时强调，由于不同组学数据并非来自同一只个体蜜蜂，因此这些联系应理解为组水平关联，而非直接的分子耦合证据。
在讨论与局限性方面，论文指出，本研究提供了关于细菌补充如何跨不同生态背景改变蜜蜂肠道生物学的多层次图景，同时也存在若干限制。首先，10天观察期较短，尚不足以评估长期定植和与养蜂实践直接相关的持续性结果。其次，田间实验不可避免地受到自然环境复杂因素影响，导致数据变异增大。再次，蛋白质组学仅覆盖笼养实验，限制了对自然条件下蛋白响应的认识。此外，多组学虽在相同蜂群和实验框架中产生，但来自不同个体，因此跨组学整合仅能反映群体层面的关联。研究也未直接测定免疫、行为等功能结局，因此分子变化与生理表型之间仍存在待补充环节。尽管如此，作者认为，这项工作仍为理解宿主—微生物相互作用的情境依赖性提供了有价值的研究框架，并可为面向实际应用的益生菌设计、蜜蜂健康管理和后续机制研究提供依据。
研究结论部分可译为：本研究表明，源自蜜蜂的细菌补充与肠道微生物群组成、蛋白丰度及宿主代谢的情境依赖性变化相关。在笼养实验中，Bifidobacterium 和 Lactobacillus 菌株实现了稳健定植，而田间实验中的宿主响应则表现出更高变异性。然而，在补充后第10天，Lactobacillus helsingborgensis 在田间条件下仍保持显著富集，这与其在自然蜂巢环境中的短期滞留相一致。蛋白质组学分析鉴定出补充组与对照组之间主要蜂王浆蛋白前体以及翻译和应激相关蛋白的丰度差异。代谢组学分析显示，补充组微生物发酵产物和具有神经调节潜力的代谢物浓度增加，而若干碳水化合物相关化合物水平降低。综上，这些发现从整合视角揭示了不同环境背景下的宿主—微生物响应，并为未来评估蜜蜂细菌补充的长期效应和功能后果奠定了基础。
