Δ8-、Δ9-及Δ10-四氢大麻酚(THC)在人肝细胞中体外代谢：Δ10-THC的独特生物转化及其对药物检测的意义

《Drug Testing and Analysis》：In Vitro Metabolism of Δ8-, Δ9-, and Δ10-THC in Human Hepatocytes: Distinct Δ10-THC Biotransformation and Implications for Drug Testing

　　

随着大麻主要精神活性成分Δ9-四氢大麻酚(Δ9-THC, Δ9-tetrahydrocannabinol)在娱乐及医用领域的广泛使用，其在临床与法医毒理学中常被纳入药物筛查。近期Δ8-THC与Δ10-THC作为结构高度相似的同分异构体进入非管制药物市场，给生物样品分析带来误判与结果误释风险。研究人员采用人肝细胞及高效液相色谱-高分辨飞行时间质谱(HPLC-QToF, high-performance liquid chromatography coupled to high-resolution time-of-flight analysis)，比较了Δ8-THC与Δ10-THC相对于Δ9-THC的体外代谢归宿。结果显示，Δ8-THC与Δ9-THC代谢模式相似，均可生成单羟基代谢物、羧基代谢物及其葡萄糖醛酸结合物；而Δ10-THC则主要表现为广泛的直接葡萄糖醛酸化(生成Δ10-THC-葡萄糖醛酸苷)及单羟基化，仅微量形成羧基代谢物。基于结构分析，研究人员推测Δ10-THC的主要羟化位点不同于Δ8-THC与Δ9-THC(后者主要在C11位)。研究人员指出，大麻素类药物检测中应关注THC异构体的存在，Δ10-THC的差异代谢特征加大了分析结果被误读的可能性。

《Δ⁸-、Δ⁹-及Δ¹⁰-THC在人肝细胞中体外代谢：Δ¹⁰-THC的独特生物转化及其对药物检测的意义》论文解读

研究背景与目的

Δ⁹-四氢大麻酚(Δ⁹-THC)是 cannabis（大麻）中的主要精神活性成分，是法医毒理学（如酒驾检测）及职场药物筛查的核心分析物。近年来，以CBD（大麻二酚，cannabidiol）为前体半合成的THC同分异构体——特别是Δ⁸-THC与Δ¹⁰-THC——作为"合法替代品"出现在非管制市场中。Δ⁸-THC与Δ⁹-THC仅在环己烯环双键位置上有所差异（Δ⁸位于C8–C9，Δ⁹位于C9–C10a），而Δ¹⁰-THC的双键位于C10–C6a，存在四个非对映异构体，其中(6aR,9R)-和(6aR,9S)-Δ¹⁰-THC在C6a位与Δ⁹-THC构型相同。现有文献表明Δ⁸-THC代谢与Δ⁹-THC相似，但Δ¹⁰-THC的人体代谢信息此前完全空白。由于这些异构体结构与Δ⁹-THC极度接近，常规免疫筛查及LC-MS目标物监测极易造成误识别（如将Δ⁸-THC-COOH误判为Δ⁹-THC-COOH即11-nor-9-carboxy-Δ⁹-THC, THCCOOH），进而影响临床与法医判定。因此，研究人员开展本研究，利用人肝细胞体外孵育体系结合高分辨质谱，阐明Δ⁸-THC与Δ¹⁰-THC相对于Δ⁹-THC的代谢谱差异，为毒理学检测策略提供依据。本研究发表于《Drug Testing and Analysis》。

主要关键技术方法

研究人员采用LIVERPOOL低温保存人肝细胞（混合性别，20供体池）进行体外孵育实验，分别加入(6aR,10aR)-Δ⁸-THC、(6aR,9R)-Δ¹⁰-THC及(6aR,10aR)-Δ⁹-THC（各5 μM），于37℃孵育1 h和3 h，以未加药肝细胞及0 h样品为对照。孵育液经乙腈沉淀蛋白后，使用Agilent 1290 UHPLC-6550 iFunnel QToF-MS（HPLC-QToF, 电喷雾电离正离子模式，Auto MS/MS）分析，依据精确质量数（偏差≤5 ppm）及MS/MS碎片鉴定I相（羟基化、羧基化）和II相（葡萄糖醛酸化，glucuronidation/GLUC）代谢物。另收集19例经确证的含Δ⁸-THC-COOH或Δ⁹-THC-COOH的临床尿液样本（部分经β-葡萄糖醛酸酶水解），以相同HPLC-QToF方法验证体外代谢发现。代谢物定性借助MassHunter Qual软件，保留时间比对内标（Δ⁹-THC-D₃、11-OH-Δ⁹-THC-D₃、Δ⁹-THC-COOH-D₉）。

研究结果

3.1 代谢物的 tentative structural elucidation（代谢物的推定结构解析）

通过HPLC-QToF全扫描及MS/MS碎片分析，研究人员在Δ⁸-THC与Δ⁹-THC孵育样本中鉴定出母药、单羟基代谢物（Δ^8/9-THC-OH，推测羟化于C11位）、羧基代谢物（Δ^8/9-THC-COOH，即11-nor-9-carboxy-Δ^8/9-THC）、羟基葡萄糖醛酸苷（Δ^8/9-THC-OH-GLUC，Δ⁹者为酚型和醇型双峰，Δ⁸者部分重叠）及羧基葡萄糖醛酸苷（Δ^8/9-THC-COOH-GLUC）。Δ⁸-THC还检出二羟基葡萄糖醛酸苷（Δ⁸-THC-DiOH-GLUC）。对于Δ¹⁰-THC，检出的代谢物包括母药直接葡萄糖醛酸苷（Δ¹⁰-THC-GLUC，此产物在Δ⁸-/Δ⁹-THC样本中未检出）、单羟基葡萄糖醛酸苷（Δ¹⁰-THC-OH-GLUC，为单一色谱峰，MS/MS提示羟化发生于环系而非烷基侧链末端C11位，推测为C9位）、微量游离羧基代谢物（Δ¹⁰-THC-COOH）；未检测到游离的Δ¹⁰-THC-OH。内标保留时间与Δ⁹-THC代谢物匹配良好，验证了实验体系可靠性。

3.2 Relative Metabolite Abundances（相对代谢物丰度分布）

将各时间点代谢物峰面积归一化为相对百分占比后发现：Δ⁹-THC与Δ⁸-THC在3 h时主要代谢物为Δ^8/9-THC-COOH-GLUC及Δ^8/9-THC-COOH，符合已知Δ⁹-THC体内代谢特征（11-OH-Δ⁹-THC→THCCOOH→THCCOOH-GLUC）。两者代谢谱高度重叠。Δ⁸-THC额外生成二羟基葡萄糖醛酸苷。

3.3 Δ¹⁰-THC Metabolism Compared With Δ⁸-THC and Δ⁹-THC（Δ¹⁰-THC与Δ⁸-/Δ⁹-THC代谢比较）

Δ¹⁰-THC代谢显著不同：最主要代谢物为Δ¹⁰-THC-GLUC（直接II相结合）和Δ¹⁰-THC-OH-GLUC；Δ¹⁰-THC-COOH生成量极低（远低于Δ⁸-/Δ⁹-THC对应物），提示单羟基化产物基本不发生进一步氧化为羧酸的反应。由于Δ¹⁰-THC双键位移使烯丙基位变为C9和C6a（而非Δ⁹-THC的C11和C8），研究人员据此推测Δ¹⁰-THC主要羟化发生于C9位（或C6a位），因非末端仲/叔碳上的—OH难以经醛脱氢酶途径氧化为—COOH（需断裂C–C键），故几无羧基代谢物生成。Δ¹⁰-THC-OH-GLUC呈单一峰，暗示只形成酚型葡萄糖醛酸苷而非醇型。两时间点代谢物分布变化较小。以上结果表明仅检测Δ⁹-THC-COOH会漏检Δ¹⁰-THC摄入者，推荐筛查水解后母药及Δ¹⁰-THC-OH代谢物。

3.4 Urine Samples（尿液样本验证）

19例临床尿液样本（含Δ⁸-THC-COOH或Δ⁹-THC-COOH）在未水解条件下主要检出THC-COOH-GLUC、11-OH-THC-GLUC及少量THC-GLUC，水解后可检出游离THC-COOH与11-OH-THC，且Δ⁸-与Δ⁹-对应代谢物色谱可分离，与肝细胞结果一致；三例水解样本检出二羟基代谢物（仅Δ⁸相关）。本研究期间未获得含Δ¹⁰-THC代谢物的真实尿样。

3.5 Limitations（研究局限性）

本研究HPLC-QToF方法主要针对游离代谢物优化，对葡萄糖醛酸苷响应有限，部分GLUC代谢物质谱碎片信息不足；缺乏所有推定的羟基/羧基/葡萄糖醛酸苷参考标准品用于绝对确认；Δ¹⁰-THC仅考察了(6aR,9R)-对映体/非对映体，另一非对映体(6aR,9S)-Δ¹⁰-THC代谢可能不同；需在真实人体摄入后尿液样本中验证Δ¹⁰-THC代谢谱。

讨论与结论总结

研究人员证实Δ⁸-THC与Δ⁹-THC在人肝细胞中代谢途径基本一致，主要经C11位羟化→氧化为11-nor-9-carboxy-THC→II相葡萄糖醛酸化，其尿液代谢物谱彼此重叠，易造成免疫法与靶向LC-MS误判为Δ⁹-THC暴露。与之相反，Δ¹⁰-THC经历显著的差异化代谢：大量直接生成Δ¹⁰-THC-O-葡萄糖醛酸苷及C9位（推测）单羟基葡萄糖醛酸苷，几乎不形成羧基代谢物，提示其羟化位点偏移且缺乏后续侧链氧化。此差异意味着仅以Δ⁹-THC-COOH为标志物的常规筛查会低估或漏检Δ¹⁰-THC使用，且Δ¹⁰-THC及其代谢物若被错误归类为Δ⁹-THC将导致法医毒理结论偏差。综上， cannabis相关药物检测方案应纳入THC异构体考量，针对Δ¹⁰-THC建议增加母药（水解后）及单羟基代谢物作为靶标；未来需合成对应参考标准品并在真实用药者尿液中确证代谢通路。