二氢杨梅素缓解发酵菜籽粕诱导的中华鳖肠道损伤：来自生长、抗氧化、炎症、转录组学和代谢组学评估的见解

《Antioxidants》：Dihydromyricetin Alleviates Fermented Rapeseed Meal-Induced Intestinal Injury in Chinese Soft-Shelled Turtle (Pelodiscus sinensis): Insights from Growth, Antioxidant, Inflammatory, Transcriptomic and Metabolomic Assessments

　　

本研究旨在评估二氢杨梅素（DHM）对中华鳖（Pelodiscus sinensis）因部分用发酵菜籽粕（FRM）替代鱼粉（FM）引起的肠道损伤的保护效果，并揭示其分子机制。中华鳖被饲喂以FM基础对照饲料、FRM替代饲料或添加0.5‰（DHMT1）、1.0‰（DHMT2）或2.0‰（DHMT3）DHM的FRM饲料，为期8周。研究人员评估了生长性能、消化酶活性、抗氧化参数、炎症细胞因子和肠道组织形态学，并进行了肠道转录组学和代谢组学分析。FRM替代显著改善了生长性能；然而，这种有益效果伴随着明显的肠黏膜氧化损伤，表现为绒毛高度降低、肠腔增大和固有层水肿，同时促炎细胞因子（IL-1_β和TNF-_α）和丙二醛（MDA）含量升高，而谷胱甘肽（GSH）和过氧化氢酶（CAT）活性降低。DHM补充剂量依赖性地减轻了这些不良效应，通过恢复黏膜完整性、消化酶活性、氧化还原稳态和炎症平衡，最终改善了生长性能。转录组KEGG分析显示，DHM富集了与甘油磷脂代谢、谷胱甘肽代谢、药物代谢-细胞色素P450和多不饱和脂肪酸代谢相关的通路。代谢组学进一步证实了磷脂和胆汁酸的剂量依赖性重塑。整合组学分析表明，DHM可能调节解毒、抗炎、膜修复和抗氧化通路。总之，DHM对FRM诱导的中华鳖肠黏膜氧化损伤显示出保护作用，这种作用可能通过增强解毒、抗炎调节、恢复磷脂膜完整性和强化抗氧化防御的协同组合介导。

论文解读文章

**研究背景与问题**
全球水产养殖业面临鱼粉（FM）价格持续上涨的压力，促使饲料生产商越来越多地使用廉价植物蛋白源部分替代FM。然而，这种替代策略常导致养殖动物免疫功能下降，肠炎发病率升高。长期或过度使用化学治疗剂和抗生素会严重损害鱼类肠黏膜免疫系统，并引发食品安全问题。因此，寻找天然抗炎物质作为饲料添加剂以预防和管理肠炎成为迫切需求。植物提取物因其丰富的生物活性成分而成为新型饲料添加剂的前沿方向。藤茶（*Ampelopsis grossedentata*）富含黄酮类化合物，其中二氢杨梅素（DHM）约占总黄酮的30%，是主要活性成分。现代药理学研究表明DHM具有抗炎、抗氧化、保肝等多种生物活性，且其安全性已在啮齿类和水产动物中得到验证。尽管DHM在陆生动物和部分水产动物（如大黄鱼、黑鲷、青鱼、凡纳滨对虾）中显示出促进生长、增强抗氧化和非特异性免疫力等效果，但尚未在爬行类动物如中华鳖（*Pelodiscus sinensis*）中报道。中华鳖是中国重要的优质蛋白来源，其饲料中高FM含量导致成本持续上升。前期研究发现，用发酵菜籽粕（FRM）替代10%FM可诱导肠道炎症。因此，本研究旨在评估DHM对饲喂FRM部分替代FM基础饲料的中华鳖肠道健康的保护作用，并从转录组和代谢组变化角度分析相关机制，为鱼粉替代策略下的肠道健康保护提供新选择，同时为藤茶副产物高值化利用提供依据。该论文发表在《Antioxidants》。

**主要关键技术方法**
研究人员设计了5种试验饲料：FM对照组（含50%FM）、FRM替代组（10%FM被FRM替代）以及在此基础上分别添加0.5‰、1.0‰和2.0‰ DHM的DHMT1、DHMT2和DHMT3组。中华鳖（购自江西省抚州市南丰县某养殖场，初始体重约500g）随机分配至15个养殖池（每池20只），每个处理3个重复，饲喂8周。关键技术包括：生长性能测定（计算增重率、特定生长率、饲料转化率等）；肠道消化酶（胰蛋白酶、淀粉酶）和抗氧化指标（GSH、CAT、SOD、MDA）的试剂盒检测；炎症细胞因子（IL-1_β、TNF-_α、IL-10）的ELISA检测；肠黏膜组织形态学观察（H&E染色，测量绒毛高度）；肠道转录组测序（Illumina平台，参考基因组比对，DESeq2筛选差异表达基因，KEGG富集分析）以及qPCR验证（RBPJL、FBXL22、ITGA5、SYNPO2L、NLRP3、CYP8B1、DUOXA2、DUOX2）；肠道非靶向代谢组学分析（LC-MS/MS，XCMS处理，OPLS-DA筛选差异代谢物，KEGG通路富集）。

**研究结果**

**3.1 生长性能**
通过比较终体重、增重率和特定生长率，发现FRM替代组显著优于FM组（p<0.05），表明FRM可改善生长；DHM补充后上述指标呈剂量依赖性进一步提高，DHMT3组达到最高值（p<0.05），且饲料转化率显著降低。各组脏体比、肝体比和裙边比无显著差异。

**3.2 肠道消化酶活性和抗氧化参数**
使用试剂盒测定显示，FRM组淀粉酶活性低于DHMT1组（p<0.05），胰蛋白酶活性在DHMT2和DHMT3组显著高于其他组（p<0.05）。抗氧化指标中，FRM组GSH和CAT活性低于FM组，但DHM补充显著恢复甚至超过FM水平（p<0.05），其中DHMT2和DHMT3组CAT活性最高（p<0.05）；SOD活性在FRM组高于FM组（p<0.05），但与其他组无显著差异；MDA含量在DHMT3组降至最低水平（p<0.05），表明DHM可缓解FRM诱导的氧化应激。

**3.3 肠道细胞因子水平**
ELISA检测显示，FRM组促炎细胞因子IL-1_β和TNF-_α浓度显著高于FM组（p<0.05），而DHM补充后两者均显著降低（p<0.05）；抗炎细胞因子IL-10呈现相反趋势，表明DHM有效逆转FRM引起的促炎状态。

**3.4 肠黏膜形态学变化**
H&E染色观察发现，FRM组肠腔增大、固有层轻度水肿，绒毛高度呈降低趋势；DHM补充后肠腔缩小，绒毛和固有层形态恢复，DHMT3组绒毛高度显著高于FRM组（p<0.05），表明DHM剂量依赖性修复肠黏膜损伤。

**3.5 肠道转录组变化**
转录组测序（每组5个样品）共鉴定出400个差异表达基因（DEGs）在FRM vs FM比较中，649/686/495个DEGs在DHMT1/DHMT2/DHMT3 vs FRM比较中。KEGG富集分析显示，FRM vs FM主要富集于“肌肉细胞细胞骨架”、“肠道IgA免疫网络”、“凋亡”等通路；低剂量DHM（DHMT1）转向“药物代谢-细胞色素P450”、“亚油酸代谢”等解毒和脂代谢通路；中剂量（DHMT2）显著富集“细胞因子-细胞因子受体互作”、“Toll样受体信号”、“坏死性凋亡”以及多种脂质代谢通路（包括“甘油磷脂代谢”、“亚麻酸代谢”、“花生四烯酸代谢”）和“铁死亡”；高剂量（DHMT3）在维持免疫调节通路的同时，重新富集解毒通路以及“一碳叶酸库”、“甘氨酸/丝氨酸/苏氨酸代谢”等与氧化还原平衡相关的通路。qPCR验证显示，FRM组炎症基因NLRP3、氧化解毒基因DUOXA2和DUOX2显著上调，而DHM补充后这些基因表达显著降低，与RNA-seq趋势一致。

**3.6 肠道代谢组变化**
非靶向代谢组学（每组5个样品）共检测到1780个代谢物，其中1561个获得二级鉴定。PCA分析显示FRM组与FM组明显分离，DHM处理组居中或接近FM组。差异代谢物分析表明，FRM vs FM主要涉及胆汁酸、磷脂和胆固醇合成中间体的双向变化，如磷脂（PE-NMe2系列、PC衍生物）上调，胆汁酸下调。DHM补充后，磷脂类代谢物进一步剂量依赖性上调，尤其是DHMT2和DHMT3组，提示DHM促进膜修复；同时自噬相关通路富集减弱。KEGG富集分析显示，“甘油磷脂代谢”在所有DHM处理组中持续富集，此外还逐步扩展至“磷脂酰肌醇信号系统”、“亚油酸代谢”、“花生四烯酸代谢”、“鞘脂代谢”、“NOD样受体信号通路”等。

**讨论与结论**
讨论部分指出，FRM替代改善生长性能可能与微生物发酵产生的生物活性物质增强宿主消化能力有关，但伴随肠黏膜损伤，其损伤程度尚未抵消生长增益。DHM通过提高消化酶活性（尤其是胰蛋白酶）、恢复黏膜结构、增强抗氧化能力（提升GSH和CAT活性、降低MDA）和抑制炎症（降低IL-1_β、TNF-_α，提升IL-10）来发挥保护作用，这与已有文献中DHM在凡纳滨对虾、仔猪等模型中的效果一致。转录组和代谢组的整合分析揭示，DHM可能通过激活解毒（细胞色素P450）、促进甘油磷脂代谢进行膜修复、调节多不饱和脂肪酸代谢以控制炎症、以及强化一碳代谢和氨基酸代谢以支持抗氧化防御，协同缓解FRM诱导的肠道损伤。结论部分翻译如下：
**5. 结论**
饲料中添加二氢杨梅素（DHM）可缓解发酵菜籽粕（FRM）诱导的中华鳖肠道损伤。FRM替代导致黏膜损伤、促炎细胞因子（IL-1_β、TNF-_α）升高、抗氧化酶（GSH、CAT）降低和脂质过氧化（MDA）增加。补充DHM（1.0–2.0‰）改善了生长性能，恢复了肠道形态，提高了消化酶活性，并逆转了抗氧化和炎症失衡。整合多组学分析似乎表明，DHM处理与解毒通路（细胞色素P450）的激活、甘油磷脂代谢上调以促进膜修复、以及多不饱和脂肪酸代谢富集以调节炎症之间存在潜在关联。这些观察结果可能通过涉及解毒、抗炎、膜修复和抗氧化增强的协同机制，与FRM诱导的肠道损伤的缓解相关联。