《Frontiers in Immunology》：Modeling myeloid cell development in health and disease using induced pluripotent stem cells
山中伸也团队开创性发现，将终末分化的体细胞重编程为诱导多能干细胞（iPSC），为遗传性疾病建模与再生医学开辟了变革性路径，尤其在单基因遗传性血液病领域价值显著。患者特异性iPSC可近乎无限扩增，并能分化为造血干祖细胞、成熟髓系细胞及白血病细胞等多种细胞类型。尽管存在表观遗传记忆、分化效率异质性及致瘤风险等局限，iPSC已成为研究遗传性血液系统疾病与恶性肿瘤不可或缺的实验平台，为下游分析提供了可再生且生理相关性高的细胞来源。除基础研究外，iPSC来源血细胞正逐步进入临床前研究与早期临床试验，作为潜在治疗产品进行探索。Charpentier与Doudna开发的CRISPR/Cas9基因组编辑技术进一步推动了iPSC模型的发展，通过精准校正或引入致病突变、构建同基因对照细胞系，支持对异常造血机制的深入解析，借助L1000CDS2、Connectivity Map等计算机筛选平台加速药物发现与老药新用，并为临床前疗效验证提供支持。本综述系统总结了iPSC技术在血液肿瘤学领域的核心应用，探讨其主要优势与现存局限，并展望新兴发展方向，包括针对遗传性与获得性骨髓衰竭综合征及白血病的规模化iPSC来源血细胞疗法。
引言
传统血液系统疾病发病机制研究受限于患者组织样本的可及性。原代人类细胞的获取面临样本量有限、反复骨髓穿刺获取造血干细胞的伦理争议，以及原代造血干祖细胞（HSPC）体外培养易耗竭或表型漂移等问题。尽管小鼠模型贡献卓著，但人与小鼠组织发育机制存在显著差异，难以完全复现人类复杂髓系恶性肿瘤或骨髓衰竭综合征（BMFS）的表型。斑马鱼作为BMFS的补充体内模型，具备发育迅速、胚胎透明便于实时观察造血过程、可精准模拟范可尼贫血、Diamond-Blackfan贫血、重型先天性中性粒细胞减少症（CN）、先天性角化不良及Shwachman-Diamond综合征等关键遗传病表型的优势。然而，iPSC技术凭借其人类遗传保真度、无限扩增能力及对患者特异性克隆结构的精准捕获能力，在建模效能上更具优势。iPSC填补了原代样本与各类模型系统之间的空白，其核心优势在于能够捕获异质性血液肿瘤的克隆演化轨迹，例如通过重编程患者样本，可在单一遗传背景下分离代表白血病演化不同阶段（从 pre-leukemic克隆性造血至显性白血病）的亚克隆。
生成与维持用于血液学研究的iPSC
Takahashi与Yamanaka的开创性工作证实，通过异位表达特定转录因子可将体细胞重编程为多能状态，其特性与胚胎干细胞（ESC）高度相似，最常用的方法为逆转录病毒递送Oct3/4、Sox2、Klf4与c-Myc（OSKM）因子组合。该研究颠覆了体细胞身份不可逆的传统认知，确立了iPSC作为可再生人类细胞平台的地位，支持造血及髓系谱系的分化，服务于机制研究与疾病建模。
重编程因子与机制
Oct4与Sox2构成多能性转录网络的核心，通过共占据多能性基因增强子与启动子区域，同时主动抑制体细胞转录程序。Klf4与c-Myc主要促进细胞增殖、染色质可及性及代谢重塑。重编程早期，OSKM结合触发间充质基因下调及上皮特征诱导，随后发生广泛染色质重塑，包括谱系特异性DNA甲基化丢失及内源性多能性基因网络逐步激活。后续研究显示c-Myc并非iPSC生成的必需因子，但其缺失会降低效率并延缓重编程进程。在小鼠成纤维细胞中，仅用Sox2、Klf4与c-Myc（SKM）即可生成具备ESC样形态、内源性多能性基因再激活、可形成畸胎瘤并通过四倍体互补实验支持全程发育的iPSC。但当前人类细胞重编程方案仍普遍采用完整OSKM组合，且因子比例与动态调控是决定重编程效率及iPSC分子特性的关键因素。
体细胞来源与递送系统
多种体细胞可作为iPSC生成的起始材料，包括真皮成纤维细胞、角质形成细胞、外周血单个核细胞（PBMC）、CD34+HSPC及尿源上皮细胞。外周血CD34+细胞因易于获取、已定向至造血谱系，且在髓系恶性肿瘤患者中常携带疾病定义性体细胞突变，成为血液学与髓系疾病建模的理想选择。从少量外周血体外扩增的成红细胞也是样本量受限时的高重编程效率底物。
重编程因子递送方法自首次报道后已大幅优化。早期常用的整合型病毒载体（如逆转录病毒与慢病毒）因高效转导能力与稳健的多能性诱导效果，仍广泛应用于基础研究。但载体整合入宿主基因组可能引发插入突变、转基因重新激活及干扰下游谱系定向分化等问题。非整合策略应运而生，包括仙台病毒载体、游离型质粒、合成mRNA及重组蛋白。其中仙台病毒系统因仅在细胞质复制并在传代过程中丢失，兼具高重编程效率与无转基因残留特性，被广泛用于血液来源疾病特异性及临床级iPSC系的构建。游离型质粒方案作为另一种无整合策略，已成功应用于血液及脐带血来源细胞，但重编程效率通常低于病毒系统。
多能性网络与表观遗传重置
成功重编程需要外源性OSKM触发的多能性基因调控网络重建与表观遗传景观重塑。OCT4、SOX2与NANOG形成相互连接的自主调节回路，通过激活LIN28、DPPA4、UTF1等下游靶点并抑制分化相关基因维持多能性。染色质重塑因子与表观遗传修饰酶（包括TET酶、Polycomb复合物及组蛋白乙酰转移酶）与OSKM协同作用，擦除体细胞DNA甲基化模式，并在关键发育位点重建二价染色质域。
重编程可能存在不完全性，残留的表观遗传记忆会以组织来源依赖的方式偏向iPSC的分化潜能。在利用患者恶性或癌前造血细胞来源的iPSC进行髓系疾病建模时，重编程过程中的广泛染色质重塑可清除疾病相关表观遗传与转录特征，而这些特征会在向造血（及后续髓系）谱系分化时重新建立。这种“表观遗传重置”后伴随谱系特异性印记重建，是评估iPSC来源髓系细胞疾病表型的核心概念。
iPSC维持的培养系统
维持iPSC稳定未分化状态是获得可重复造血与髓系分化的前提。早期方案采用小鼠胚胎成纤维细胞（MEF）饲养层及含碱性成纤维细胞生长因子（bFGF）的血清培养基支持自我更新并抑制自发分化。饲养层系统稳健性强，至今仍广泛用于大规模分化（包括iPSC来源巨噬细胞与粒细胞方案）。但该系统引入异种小鼠成分，可能因种间污染干扰下游分子分析，且动物源成分是转化医学或GMP导向应用的主要障碍。
为降低异种成分影响并促进临床转化，无饲养层系统应运而生，采用定义的细胞外基质（如玻连蛋白、层粘连蛋白-521、Matrigel）及化学成分确定的培养基（如mTeSR1、E8等）。此类条件支持iPSC扩增，且与基于单层的造血分化方法兼容，包括中性粒细胞与巨噬细胞生成方案。无论采用何种培养体系，iPSC维持均需控制集落形态、定期传代避免汇合过度，并通过核型分析或高分辨率测序监测多能性标志物（如OCT4、SOX2、NANOG、TRA-1-60、SSEA-4）表达及基因组完整性。国际干细胞研究学会（ISSCR）已制定人iPSC研究指南，涵盖表征、质量控制与透明报告规范。
遗传稳定性与细胞系间变异性
遗传不稳定性是长期iPSC培养与疾病建模的核心关切，尤其对于由染色体异常或基因突变驱动克隆演化的髓系恶性肿瘤。iPSC可能获得复发性染色体异常（如12p扩增）及拷贝数变异，赋予其增殖优势并改变分化倾向。在髓系疾病建模中，全面的基因组表征至关重要，以确保iPSC系准确保留患者基因型（遗传性突变）及白血病或癌前克隆特征，且无重编程或扩增过程中引入的额外驱动突变。
分化潜能的细胞系间差异源于遗传背景、残留表观遗传记忆及重编程流程。大样本比较研究显示，供体特异性遗传变异是表型异质性的主要来源，表观遗传与技术因素贡献额外方差。在髓系分化背景下，这种变异性表现为造血定向效率、集落形成能力、谱系偏向（如粒系vs单核系）及功能反应（细胞因子信号、氧化爆发等）的差异。综上，稳健的iPSC生成与维持是可解释性髓系疾病模型常被忽视的前提。非整合重编程、确定培养条件及系统的表型与遗传学质量控制可降低技术变异性，保留遗传特征。
造血与髓系分化
iPSC向造血及髓系细胞分化遵循发育逻辑，重现中胚层诱导、血管-造血特化及CD34+CD43+或CD34+CD45+造血祖细胞生成过程，后者可进一步定向为髓系谱系。人iPSC造血分化方法最初基于人胚胎干细胞（hESC）方案建立，证实hESC分化培养可模拟胚胎造血早期阶段，首先出现“成血管细胞”群体，随后分化为内皮与造血谱系。小鼠ESC研究进一步揭示，分步暴露于骨形态发生蛋白-4（BMP4）、激活素A、bFGF及血管内皮生长因子（VEGF）可驱动造血命运逐步特化，各因子作用于特定发育窗口。这些原理随后被应用于人iPSC，证实其在类似方案下具备与hESC相当的造血与内皮分化潜能。
现有造血与髓系分化方案
现有方案可分为四大类：基质共培养系统、拟胚体（EB）自发分化、EB因子辅助分化及二维单层系统。此外，转录因子介导的前向编程（如基于ETV2的血管-造血编程）已成为造血祖细胞生成的新兴路径，但在髓系分化中应用尚不成熟。各类方案在效率、重复性、成本及下游应用适配性上各有取舍。
基质（饲养细胞）共培养系统
基质共培养依赖iPSC与支持性饲养细胞的直接接触，通过细胞间相互作用、细胞外基质成分及旁分泌信号驱动造血特化。OP9小鼠骨髓基质细胞系（源自缺乏功能性M-CSF的op/op小鼠）被广泛用于人iPSC造血分化。经典方案中，未分化iPSC集落接种于汇合OP9单层，培养8-9天即可完成中胚层特化并出现CD34+CD43+造血祖细胞，Lin-CD34+CD43+CD45+细胞在第6天出现并具有强髓系集落形成潜能，随后2-3天达峰值。所得祖细胞经高浓度GM-CSF扩增后，可通过谱系特异性细胞因子组合生成成熟髓系细胞：中性粒细胞（G-CSF）、嗜酸性粒细胞（IL-3与IL-5）、巨噬细胞（M-CSF与IL-1β）、树突状细胞（GM-CSF、IL-4与TNF-α）、朗格汉斯细胞（GM-CSF、TGF-β1与TNF-α）及破骨细胞（GM-CSF、维生素D3与RANKL）。OP9共培养还可高效生成红细胞与巨核细胞/血小板。针对中性粒细胞优化的OP9方案显示，iPSC来源中性粒细胞具备趋化、吞噬及超氧化物生成等关键效应功能，与原代外周血中性粒细胞高度相似，并已成功用于慢性肉芽肿病等先天性中性粒细胞疾病的建模。OP9-DL1细胞系因异位表达Notch配体Delta-like 1（DLL1），可重定向分化至T细胞与自然杀伤（NK）细胞谱系，为免疫细胞治疗提供了重要平台。
优势与局限：OP9系统无需初始共培养阶段外源性细胞因子，短期内即可实现高效造血诱导，简化流程并降低成本；支持多谱系输出，包括粒系、单核系、红系、巨核系及淋巴系，适合全面研究造血发育；分化动力学明确，在优化接种密度与OP9条件下跨细胞系重复性好。但血清培养环境与未定义饲养层因子限制了信号通路机制解析；小鼠饲养细胞干扰下游多组学分析；异种基质存在批间差异；且异种成分阻碍临床转化，不适用于治疗性产品生产。
EB自发分化
EB自发分化指将iPSC聚集成3D拟胚体，在无外源性谱系导向细胞因子组合的条件下（通常使用含血清或许可性培养基）允许内源性模式化线索驱动三胚层衍生物自然产生。该策略最早在hESC中建立，证实hESC来源EB在无重组造血细胞因子的血清培养基中可自发经历内皮-造血转化（EHT），产生原始与定型红髓系祖细胞波次，具备多谱系集落形成潜能。后续研究将其扩展至iPSC，显示遗传匹配的多供体iPSC系经21天自发EB分化均可产生三胚层衍生物，但供体特异性转录特征显著，提示自发EB造血的髓系偏向受遗传背景强烈影响。
优势与局限：自发EB分化主要作为iPSC系内在三胚层分化能力的基准工具，适用于细胞系表征与质量控制。其在造血应用中的主要局限为髓系产量低且波动大、EB内部微环境可控性差、供体与克隆间异质性显著。因此，旨在生成确定性造血或髓系群体的EB方案几乎均采用引导策略。
EB因子辅助分化
因子辅助（又称引导或定向）EB方案中，iPSC首先聚集成EB，但通过序贯添加确定细胞因子与生长因子主动驱动中胚层诱导与造血特化，而非依赖内源性模式化。该策略保留EB三维自组织特性，同时通过时序调控关键信号通路提升iPSC来源造血与髓系细胞的产量与重复性。
最常用的EB生成方法为旋转EB（强制聚集）法，将确定数量的离散iPSC离心至V型底96孔板，置于含ROCK抑制剂、BMP4及常联合VEGF和/或bFGF的确定无血清分化培养基中，驱动前2-4天的中胚层定向。中胚层诱导阶段，Wnt通路调控是原始与定型造血输出的关键决定因素：GSK3β抑制可引导中胚层向定型造血程序模式化，而Wnt抑制则偏向原始造血。
中胚层诱导后，EB通常接种于Geltrex或Matrigel包被表面，使用含VEGF与SCF（联合或不联合IL-3）的无血清分化培养基，促进EHT及成血管内皮细胞生长。悬浮的CD34+CD45+造血干祖细胞通常在第10-14天出现，可收获用于进一步分化与分析。
定向粒系分化方面，EB来源造血祖细胞可经谱系指导性细胞因子进一步培养。经典32天方案整合EB形成、HSPC扩增及终末G-CSF驱动的成熟过程。该策略已用于CN建模，证实患者iPSC来源细胞可忠实复现骨髓中观察到的粒系分化阻滞，并表现出未折叠蛋白反应增强及DNA损伤易感性升高。
引导EB方案也是iPSC来源巨噬细胞（iMac）的主流路径。经典的“单核细胞/巨噬细胞工厂”方案通过旋转EB法，在含BMP4、VEGF与SCF的无血清培养基中特化造血中胚层4天，随后转移至仅含IL-3与M-CSF的培养基中定向单核系分化。约两周后，贴附结构中开始释放非贴附的单核细胞样CD14+CD16lowCD163+细胞，可每周收获持续数月，经单纯M-CSF培养即可终末分化为成熟巨噬细胞。该方案的规模化已在搅拌罐生物反应器中实现。
优势与局限：引导EB方案结合了三维组织的生理学优势（促进龛样细胞间相互作用、旁分泌信号及成血管内皮细胞生成）与确定细胞因子时序带来的重复性，标准化EB尺寸进一步降低了变异性。当前多数方案采用全确定、无血清、无异种成分培养基，利于机制研究、实验室间标准化及未来临床转化。EB来源CD34+祖细胞可通过调整细胞因子条件灵活定向至不同髓系谱系，“工厂”模式支持单次分化运行规模化生产iMac。但该方案仍显繁琐，需EB形成、接种及反复手动收获悬浮细胞。即使采用旋转EB标准化，EB间聚集紧密度差异及内部局部细胞因子梯度仍导致分化结果异质性。此外，EB来源髓系细胞在发育起源上常类似卵黄囊来源的组织驻留巨噬细胞，而非定型髓系细胞，限制了其在需要成人骨髓来源髓系身份的应用场景。
二维单层系统
二维（2D）单层方案无需饲养细胞与三维EB形成，通过在基质包被表面序贯暴露于确定细胞因子与小分子直接分化iPSC。奠基性研究建立了无血清单层培养体系，人ESC/iPSC在Matrigel包被平板上经三步分化：BMP4驱动原条诱导、VEGF/SCF介导血管-成血管祖细胞特化、后续谱系定向分化，最终在无饲养细胞与血清条件下生成功能性红细胞与成熟中性粒细胞。
平行研究开发了无饲养层、无血清单层方案，采用BMP4/bFGF/VEGF诱导中胚层与血管-造血特化，切换至TPO、SCF、FLT3L、IL-3与IL-6驱动造血分化，最后单独使用G-CSF实现终末粒系成熟，获得表达CD15与CD66b的粒细胞，证实了全2D、无基质系统中性粒细胞分化的可行性。
后续方案进一步拓展至单核系输出，通过BMP4诱导原条细胞，序贯经血管-成血管细胞特化、造血扩增及单核定向分化，iPSC来源单核细胞可进一步终末分化为具M1/M2极化能力的巨噬细胞或成熟树突状细胞。优化后的小规模培养方案提升了单核细胞产量，证实iPSC来源单核细胞、巨噬细胞与树突状细胞可完成从多能性到谱系特异性基因表达谱的完整转录组转换，与原代对应细胞高度可比。
近期2D方案在初始中胚层诱导阶段引入GSK3β抑制剂CHIR99021，生成的iMac在发育起源上类似卵黄囊来源组织驻留巨噬细胞，经器官特异性信号刺激后可进一步特化为小胶质细胞样、肺泡巨噬细胞样或库普弗细胞样群体。
直接比较研究显示，优化后的2D多步方案（整合延长Wnt激活与芳烃受体（AhR）超刺激）是四种无血清、无饲养层造血分化方法中效率最高的策略。另一项对比研究发现，2D方案可靠性更高，无分化失败案例，而EB方案失败率约27%。尽管两类系统生成的iMac表面表型与吞噬活性相似，但EB来源细胞过表达炎症应答基因，而单层来源iMac富集抗炎/M2极化、抗原呈递及脂质稳态通路。
优势与局限：单层方案提供确定、无血清、无饲养层条件，降低异种污染物，提升标准化程度，适合机制研究、疾病建模及GMP导向优化。但通常需要更频繁的换液与细胞因子添加（通常每1-2天一次），增加了操作时间与试剂消耗。代表性无血清无饲养层方法的头对头比较显示，优化多步2D方案在CD34+产出与成本上可匹配或超过选定EB方案，但其他单层方案报告的造血细胞与祖细胞数量低于EB系统。同时，2D培养通常内源性Wnt/β-catenin激活较弱，对BMP4反应性降低，限制中胚层形成与克隆形成性CD34+祖细胞产出，除非补充外源性Wnt激动剂。与EB方案类似，大多数单层系统仍对iPSC细胞系依赖的分化效率与细胞因子反应性敏感。
转录因子介导的前向编程
细胞因子驱动分化的替代方案是转录因子（TF）介导的前向编程，通过强制表达造血主调控因子直接将iPSC转化为血管-造血或髓系祖细胞。
研究显示，过表达ETV2与GATA2足以直接诱导iPSC的泛髓系血管-造血程序，而GATA2与TAL1则特化红-巨核系程序。后续研究建立了多西环素诱导慢病毒载体系统，通过调控共表达SCL、LMO2、GATA2与ETV2（SLGE）驱动iPSC经中胚层启动、BMP4诱导、EHT过程，产生具备多谱系集落形成潜能的CD34+CD45+造血祖细胞。
针对中性粒细胞生成，研究人员利用ETV2修饰mRNA瞬时递送诱导iPSC产生血管-造血祖细胞，经GM-CSF、bFGF与UM171扩增后，通过G-CSF与视黄酸激动剂Am580终末成熟为功能性中性粒细胞。
优势与局限：前向编程绕过缓慢的多步细胞因子驱动分化过程，可快速生成相对均一的血管-造血及髓系祖细胞群体，在多iPSC系间重复性好。但多数系统依赖整合型慢病毒载体，存在插入突变、转录干扰及转基因沉默风险，阻碍直接临床转化。实践中，前向编程培养获得的造血祖细胞数量通常较低。迄今为止，前向编程造血细胞体内植入能力极弱，且偏向原始造血而非定型造血，因此在髓系疾病建模中的应用广度与验证深度不及常规细胞因子导向方法。
方案选择、现存局限与未来方向
分化策略的选择直接决定iPSC来源造血细胞复现发育阶段、谱系特化及疾病相关表型的准确性。基质共培养系统在稳健多谱系造血诱导与成熟髓系细胞生成方面表现优异，但依赖异种饲养细胞与血清，干扰分子分析并限制直接转化应用。引导EB方案可提供更高产量并支持长期髓系细胞生产（包括生物反应器规模化），但操作繁琐，且常保留卵黄囊样或原始髓系偏向，在模拟成人骨髓来源髓系细胞或髓系恶性肿瘤时需谨慎验证。相比之下，2D单层系统提供确定、无饲养层条件，更适合标准化与GMP导向优化，但效率、成熟度及功能输出仍高度依赖具体方案与iPSC细胞系。转录因子前向编程可快速均一地生成特定祖细胞或髓系样群体，但绕过了早期发育检查点，在需要完全生理性造血细胞成熟或临床转化的应用中尚不成熟。总体而言，无饲养层、无血清的引导EB或单层系统比饲养层方案更适合标准化与大规模生产，但模拟成人髓系恶性肿瘤与克隆性造血仍需能更高效生成定型成血管内皮细胞与造血干/祖细胞（HSC）样祖细胞的方案。
所有方案家族均存在共性局限：iPSC来源粒细胞与单核细胞常表现出成熟不全、细胞因子分泌谱改变及效应功能减弱，且这些差异高度依赖具体方案。此外，分化效率的细胞系间与批间变异性要求在研究中纳入多iPSC克隆、同基因对照及标准化读数。
单细胞RNA测序（scRNA-seq）已成为表征iPSC来源造血与髓系细胞群体身份及发育状态的有力工具。通过将体外分化轨迹映射至人类造血参考单细胞图谱，该方法可定位iPSC来源细胞在原始与定型造血程序中的位置，这仅凭细胞表面免疫表型往往无法明确。在髓系分化背景下，时序单细胞RNA/ATAC测序已绘制出体外人类髓系发生的参考图谱，且iPSC来源巨噬细胞的scRNA-seq已被提议作为治疗前产品质量控制工具，用于验证产品身份与细胞组成。此外，CellMap等计算方法利用参考单细胞数据集分解iPSC来源细胞的bulk RNA-seq数据，为大规模应用中的细胞类型组成与批间变异监测提供了实用途径。
iPSC造血分化的历史性瓶颈在于难以生成足够数量的具备持续多谱系潜能的可植入定型造血祖细胞。早期尝试采用体内畸胎瘤实验，即将人iPSC注射至免疫缺陷小鼠体内形成包含造血龛的复杂肿瘤。在该体系中，人iPSC可通过共注射人脐静脉内皮细胞（HUVEC）在NSGS小鼠（组成性表达人SCF、IL-3与GM-CSF）支持下经EHT产生人多谱系造血祖细胞。但畸胎瘤造血依赖动物宿主，涉及漫长且多变的体内成熟过程，且依赖共移植基质/支持细胞，因此通量低、标准化差，不适用于疾病建模、药物筛选或临床细胞制备。
后续TF重编程策略显示，强制表达造血TF（如ERG、HOXA9、RORA）可赋予多能来源或体细胞多谱系造血潜能，部分场景下支持体内植入，但这些方法常依赖整合型载体，且HSC样功能的持久性不一。在此基础上，可扩增造血祖细胞（eHPC）通过瞬时或调控表达自我更新相关TF得以生成，创建了保留疾病特异性表型、支持高通量功能与药物筛选的永生化祖细胞系，但显然不适用于直接临床转化。
近期分化条件的优化提升了iPSC来源造血细胞的长期植入能力。Elefanty团队证实，引导iPSC经HOXA模式化中胚层至BMP4/VEGF特化的成血管内皮细胞，随后撤除VEGF促进EHT，可产生具备在免疫缺陷小鼠中稳健长期多谱系植入能力的CD34+细胞。该发现证明，在全确定条件下可从人iPSC衍生出具有持续重建能力的造血细胞。
与之互补的是，Frenz-Wiessner团队近期报道了从人iPSC生成复杂骨髓样类器官，其可自组织为包含间质、内皮及多谱系造血区室的三维龛结构。该平台提供了一个结构与分子层面均类似骨髓的体外系统，用于研究生理性微环境中人HSPC的维持与分化。
尽管挑战犹存，iPSC造血系统已彻底改变了人类髓系发生研究。结合患者来源iPSC（代表癌前状态、克隆性造血及急性髓系白血病（AML））与定向髓系分化，研究人员已重构克隆演化过程，揭示阶段特异性脆弱点，并在确定的人类遗传背景下评估靶向治疗效果。持续优化分化方案以提升发育保真度、规模化能力及定型造血产出，有望进一步拓展iPSC来源髓系细胞在机制研究、药物发现及最终再生医学应用中的价值。
利用iPSC建模非恶性髓系细胞疾病
iPSC已成为髓系造血遗传性疾病（包括遗传性骨髓衰竭综合征（IBMFS）、骨髓增生异常综合征（MDS）与AML）建模的核心工具。近期进展推动平台从2D分化方案升级为更能模拟血管与免疫微环境的3D骨髓类器官，加速了机制发现向临床治疗策略的转化。iPSC在血液学中的核心优势在于保留患者特异性人类基因组背景，克服了动物模型中常出现的物种表型差异。例如Runx1突变小鼠无法完全复现人类伴髓系恶性肿瘤倾向的家族性血小板异常（FPD/MM）的临床谱系，而RUNX1突变FPD/MM iPSC模型通过复现人类特异性巨核造血缺陷成功弥补了这一空白。
CRISPR/Cas9介导的基因组编辑构建同基因对照，最大程度发挥了模型效用，有效消除遗传背景噪音，确立基因型-表型因果关系。模型构建可通过在野生型背景下引入致病突变，或在患者来源细胞中校正特定变异，从而中和遗传、表观遗传及代谢背景对疾病严重程度与药物反应的深远影响。
iPSC技术对IBMFS的变革性影响在CN研究领域尤为突出。CN患者iPSC来源造血祖细胞与髓系细胞的髓系分化能力较健康对照显著降低，忠实复现了患者骨髓中粒系分化阻滞于早幼粒细胞阶段的典型特征。iPSC研究还揭示了HAX1相关CN的发病机制，涉及线粒体膜电位（Δψm）降低。此外，研究人员利用携带ELANE与HAX1突变的患者来源iPSC探究CN的癌前演化，特别是获得性CSF3R突变的作用，证实截短型G-CSF受体无法触发正常分化信号，反而诱导过度增殖与持续性促炎状态，从而鉴定出关键治疗靶点。通过提供造血缺陷最早期阶段的观察窗口，iPSC模型助力解析了最常见CN病因ELANE突变的复杂发病机制，为设计靶向基因编辑疗法及优化患者特异性脱靶评估奠定了基础。除CN外，iPSC技术在阐明Shwachman-Diamond综合征（SDS）发病机制中也发挥关键作用，患者来源iPSC模型证实SBDS突变损害核糖体生物发生（具体表现为80S与60S亚基相对于40S亚基的比例下降），从而破坏造血与胰腺分化。GATA2缺陷的iPSC建模也提供了重要见解，该罕见遗传病以免疫、血液与淋巴系统多形性异常为特征，由GATA2杂合突变导致单核细胞减少、B细胞与NK细胞淋巴细胞减少及树突状细胞缺陷。基因编辑同基因iPSC模型证实GATA2单倍剂量不足导致造血发育缺陷。
iPSC技术在解析Diamond-Blackfan贫血（DBA）病理生理机制中具有变革意义。核糖体蛋白突变（最常见为RPS19）患者来源模型证实疾病由单倍剂量不足驱动，触发p53介导的核糖体应激反应。近期iPSC研究进一步解决了DBA组织特异性的谜题，证实核糖体水平全局降低选择性损害具有复杂二级结构的特定转录本（最显著为红系主转录因子GATA1）的翻译。这种翻译效率低下导致红系分化与增殖解偶联，且该缺陷可通过CRISPR/Cas9校正RPS19特定点突变（如c.191T>C与c.184C>T）完全逆转。尽管这些模型是核糖体应激高通量筛选的有力工具，但细胞系间红系产出的变异性要求必须设置稳健的同基因对照。
与DBA的核糖体应激不同，范可尼贫血（FA）模型凸显了固有基因组不稳定性的挑战。FA-iPSC的生成极为困难：重编程过程本身诱导的复制应激超出FA缺陷细胞的修复能力，常导致凋亡或体细胞变异筛选。因此，成功重编程通常需要暂时性互补Fanconi通路、瞬时敲低p53-p21轴或缺氧培养。一旦建系，这些iPSC成为模拟DNA交联剂（如丝裂霉素C）与链间交联（ICL）超敏反应的独特平台，正推动寻找包括内源性醛类清除剂在内的基因保护剂。但细胞固有的脆弱性带来持续挑战，长期培养中的核型演化常干扰药物反应数据解读。
在单基因红细胞疾病领域，CRISPR/Cas9编辑iPSC已成为地中海贫血与镰状细胞病建模的核心工具。与复杂疾病不同，这类疾病提供了清晰的基因校正靶点。患者来源iPSC经编辑校正HBB突变后，红系分化与成熟能力恢复。除造血区室外，干细胞治疗的系统性效用正在探索中：联合iPSC来源HSPC与间充质干细胞（MSC）有望通过MSC的再生能力缓解地中海贫血相关的肝硬化与心肌病等多器官并发症。
基于iPSC模型的非恶性血液疾病药物老药新用
除阐明发病机制外，iPSC平台已成为药物老药新用的强力引擎，通过直接在人类疾病相关细胞中进行高通量表型筛选，加速治疗候选药物的识别，规避了小鼠药物试验中常见的物种特异性代谢差异。现代计算老药新用的基石是将iPSC来源转录组数据与大规模扰动数据库（尤其是Connectivity Map（CMap））整合。新一代CMap基于高通量L1000平台，该成本效益显著的检测技术测定约978个“标志性”基因的mRNA丰度，这些基因经精心筛选可捕获绝大多数细胞转录变异，并利用已建立的基因表达相关性，以高精度计算推断剩余约81%转录组的表达水平。该海量数据库涵盖超过一百万个人类细胞系对数千种小分子及遗传扰动的基因表达谱。标准工作流程基于特征模拟或逆转原理：首先对患者的特异性iPSC模型及其同基因对照进行RNA-seq，定义定量的“疾病特征”——由特定突变驱动的差异表达基因排序列表。随后将该特征通过算法查询L1000数据库，寻找逆连接性化合物，即诱导与疾病状态负相关的转录谱的化合物——有效抵消致病基因表达程序。该方法与交互式可视化工具（如L1000FWD）结合尤为强大，可按作用机制对药物聚类，从而识别模拟已知挽救剂或遗传敲低转录效应的新型治疗类别。
在骨髓衰竭领域，对ELANE突变iPSC的计算机转录组分析鉴定出flavopiridol（一种FDA批准的周期蛋白依赖性激酶（CDK）抑制剂）可有效挽救粒系造血，具有潜在治疗价值。通过靶向与细胞周期阻滞相关的异常转录机器并模拟C/EBPα的转录活性，flavopiridol恢复了粒系造血，该发现在斑马鱼模型中得到验证，显示有效且无显著毒性。
药物老药新用也被用于优化iPSC分化方案本身。近期小分子筛选鉴定出多巴酚丁胺（一种标准正性肌力药）是EHT的调节剂。机制上，多巴酚丁胺抑制Yes相关蛋白（YAP）活性——EHT的关键负调控因子，从而显著提升iPSC来源HSPC的产量。
利用iPSC建模癌前状态与髓系肿瘤
在白血病研究中，科研人员传统上依赖永生化白血病细胞系与基因工程小鼠模型。利用原代材料建模人类AML与MDS十分困难，原因在于髓系原始细胞体外扩增抗性，以及动物模型无法完全捕捉人类血液系统恶性肿瘤的复杂架构。从血液系统恶性肿瘤患者细胞衍生iPSC提供了变革性解决方案。通过重编程白血病原始细胞至多能状态，研究人员可在允许无限扩增的状态下捕获患者的生殖系与体细胞突变。该方法在白血病发生于罕见IBMFS患者时尤为宝贵，解决了癌前状态（如克隆性造血）与MDS研究样本量不足的难题。这些iPSC可再分化为造血谱系，实现“盘中”疾病重构。
早期成果在骨髓增殖性疾病（MPD）重编程中取得。2009-2010年发表的首批人MPD-iPSC研究描述了携带BCR::ABL1易位的慢性髓系白血病细胞，以及携带体细胞JAK2 p.V671F突变的真性红细胞增多症（PV）与原发性骨髓纤维化（PMF）患者外周血CD34+细胞的成功重编程。
然而，iPSC技术应用于MDS与AML的挑战显著更大。2015年Kotini团队首次报道从两名7q缺失MDS患者生成MDS-iPSC。2017年同一团队成功将原代人类AML细胞重编程为iPSC，并开创了“分步”建模方法，利用基因编辑在人类细胞中重构髓系恶性肿瘤的演化史。通过构建涵盖从癌前状态、低危MDS到高危MDS及继发性AML的iPSC谱系，他们建立了可追踪疾病从健康状态进展至显性恶性肿瘤的平台。另一项里程碑研究证实，重编程原代AML细胞可重置其甲基化景观，但随后的造血分化会触发白血病病理生物学特征的重新获得，表明潜在白血病突变驱动了异常DNA甲基化特征的回归。值得注意的是，两项研究均报道AML-iPSC来源HSPC在免疫缺陷小鼠中具备稳健植入能力。
多项研究强调了iPSC技术应用于髓系恶性肿瘤的技术障碍：特定白血病相关DNA损伤是白血病细胞重编程成功的主要屏障。例如，Yamasaki团队仅能从携带高危der(7)t(7;13)易位的AML患者骨髓中生成核型正常的iPSC。类似地，尝试重编程携带t(8;21)易位或复杂核型的AML细胞均未成功。随着iPSC重编程与维持方案的优化，携带最常见AML驱动突变（如KRAS突变、FLT3内部串联重复、MLL易位、PML-RARA融合及剪接因子基因SF3B1、SRSF2、U2AF1突变等）的白血病细胞已成功重编程。Kotini团队近期证实，大多数白血病亚型实际上可被重编程为多能状态。基于CN iPSC的CRISPR/Cas9介导（前）白血病相关突变引入的癌前白血病发生建模，鉴定出BAALC是驱动CN向显性白血病转化的关键癌基因，其特征为髓系分化阻滞与祖细胞存活增强，提示靶向BAALC信号轴可为高风险CN患者预防白血病转化提供精准治疗窗口。
iPSC模型的独特优势使其成为药理评估与髓系恶性肿瘤靶点发现的理想平台。Wang团队证实，老药新用环孢素A靶向肽基脯氨酰异构酶样2（PPIL2）与p53轴的相互作用，为JAK2突变MPD提供了新策略。此外，近期iPSC筛选发现，携带黏连蛋白复合物基因（如STAG2、SMC3）突变的MDS克隆对PARP抑制剂极度敏感。这种由复制叉稳定性缺陷驱动的脆弱性提示，传统用于BRCA突变实体瘤的PARP抑制剂或可老药新用于特定MDS/AML亚型。对约2000种化合物的筛选在7q缺失（del(7q)）MDS患者来源iPSC中鉴定出COX-2抑制剂尼氟酸可选择性抑制突变克隆。此外，SF3B1突变MDS的iPSC模型助力鉴定出CHK1抑制剂prexasertib的体内疗效与选择性。
通过计算机老药新用平台CMap，CN/AML-iPSC来源白血病细胞被发现对CMP1（一种磷酸化MK2小分子抑制剂）敏感，该药物可有效选择性清除白血病原始细胞，同时保留健康祖细胞。prexasertib与MK2抑制剂的鉴定展示了iPSC在“从病床到 bench再到病床”的功能性治疗探索中的实际价值。类似地，在代表早期癌前阶段（如携带ASXL1或SRSF2突变）的iPSC模型中，IRAK1/4与UBE2N抑制剂被鉴定为针对早期疾病克隆的有效药物，提示预防疾病进展的潜在策略。Ruiz-Gutiérrez团队利用SDS患者来源iPSC，通过工程化引入del(7q)模拟白血病进展，证实TGF-β通路抑制可挽救初始SDS阶段的造血，但对携带del(7q)的细胞无效。
此外，iPSC模型在评估化疗耐药中发挥了重要作用。捕获同一患者KRAS突变与野生型亚克隆的iPSC系显示出差异敏感性：KRAS突变亚克隆对MEK抑制剂（如曲美替尼、PD98059）敏感，而野生型亚克隆对MEK抑制耐药，但对DOT1L抑制剂敏感。近期应用还阐明了BCL2抑制剂维奈克拉的耐药机制。
iPSC研究髓系恶性肿瘤仍面临若干关键局限与挑战，包括AML与MDS细胞重编程抗性（尤其携带特定突变如NPM1或复杂染色体异常的细胞）、生成细胞常呈现“胎儿样”不成熟特征而无法完全代表成人造血、克隆选择偏倚及MDS/AML细胞体外增殖能力差导致的iPSC生成效率低下。
当前共识认为，尽管iPSC来源白血病细胞可靠保留主要遗传学定义的白血病克隆及其相对层级，但长期培养与下游操作不可避免地引入克隆漂变。罕见或迟发亚克隆的重编程与筛选极具挑战性，若无广泛的集落筛选极易被遗漏。此外，具有特定适应性或表观遗传特征的克隆可能被优先重编程或完全无法重编程。近期研究试图解决这些局限，例如采用“突变负荷完全捕获”（CCoMB）策略生成的患者来源AML-iPSC保留了原发白血病的突变与细胞遗传学谱系，覆盖所有主要AML遗传学亚群。实践中，iPSC是特定白血病克隆的忠实模型，而非体内克隆生态系统的精确、时间稳定复制品。
其他挑战包括体外缺乏生理性选择压力，以及特定驱动突变在早期发育阶段诱导的分化阻滞。最后，衍生与分化过程本身耗时费力，且存在显著的细胞系间变异性。
尽管存在这些生物学与技术障碍，iPSC技术的独特优势仍在推动实验血液肿瘤学领域的实质性进展。髓系肿瘤iPSC建模已克服早期质疑，成为传统细胞系、原代患者细胞及体内小鼠与斑马鱼模型的有力替代与补充。通过精准复现白血病驱动突变的逐步获得并揭示新型治疗脆弱点，髓系恶性肿瘤iPSC来源模型已不可或缺。随着基因编辑与分化方案的持续优化，iPSC平台有望为髓系恶性肿瘤带来下一代靶向治疗。
iPSC来源细胞在血液肿瘤学中的治疗应用
迄今为止，iPSC来源血细胞的临床应用主要处于临床前开发阶段，仅有少数高级别试验开展。iPSC来源血细胞在血细胞替代治疗与肿瘤学场景中潜力巨大。相较于供者来源细胞，其优势包括：单一iPSC系可近乎无限供应细胞、安全性提升（如无供者病毒传播风险）、可经遗传操作增强功能（如延长循环时间、治疗性负载或遗传缺陷校正）。iPSC相对简便的基因操作支持敲除表面蛋白复合物——包括T淋巴细胞通常识别的人类白细胞抗原（HLA）I类或II类（B2M、TAP2、CIITA、CD74），以及NK细胞活化配体MICA与MICB，联合过表达PD-L1/L2进一步抑制T细胞识别，或过表达CD47避免巨噬细胞吞噬，同时重新引入HLA-E和/或HLA-G作为关键的T细胞与NK细胞逃逸策略。这些同种异体或“现货型”iPSC具备广谱免疫相容性，支持规模化细胞治疗，无需患者特异性iPSC来源。
Nakamura团队建立了从永生化iPSC来源巨核细胞细胞系（imMKCL）体外生成血小板用于血小板减少症患者输注的方案，并由此开展了首例自体iPSC来源血小板（iPSC-PLT）治疗难治性再生障碍性贫血患者的人体临床试验。该患者中检测到循环iPSC-PLT，但输注后血小板计数未见升高，提示系统仍需优化。同一团队利用imMKCL系统成功生成HLA I类缺陷iPSC-PLT，可作为单一现货型产品逃避受者免疫系统识别。iPSC来源血小板还可作为因子VIII（FVIII）的靶向载体用于血友病患者，或作为化疗药物的靶向递送系统，实现肿瘤归巢与靶向治疗。
Varga团队近期报道了利用无饲养层、GMP兼容系统在大规模生产输血级iPSC来源红细胞（iRBC）。生成的iRBC功能正常，但呈现胎儿表型，这对于镰状细胞病与β-地中海贫血患者可能是可接受的，因为部分表达胎儿血红蛋白（HbF）本身就是一种治疗策略。
iPSC来源中性粒细胞（iNeu）保留了吞噬、迁移及形成中性粒细胞胞外诱捕网（NET）等关键功能，体外对肺炎克雷伯菌、铜绿假单胞菌、大肠杆菌与金黄色葡萄球菌表现出强效抗菌活性，并可提升中性粒细胞功能障碍小鼠在致死性细菌感染中的生存率。
iPSC来源巨噬细胞（iMac）同样具备较高的临床转化潜力。iMac可用于治疗肺泡蛋白沉积症等肺部疾病：气管内给予Csf2rb缺陷小鼠人iMac后，可分化为组织驻留肺泡巨噬细胞并缓解病情。体外与体内研究均证实iMac在细菌清除及细菌性气道感染免疫治疗中的有效性。Ackermann团队证实，生物反应器来源人iMac的肺内移植可挽救铜绿假单胞菌所致小鼠下呼吸道急性感染。另一研究显示，人iMac过继转移至免疫缺陷小鼠对甲氧西林敏感与耐药金黄色葡萄球菌临床分离株具有强效抗菌效应。类似地，iPSC来源单核细胞分化为小胶质细胞在神经退行性疾病治疗中显示出显著潜力：静脉注射iPSC来源单核吞噬细胞改善了衰老小鼠海马依赖的认知任务表现，降低了神经炎症，并提升了年轻与衰老5×FAD阿尔茨海默病模型小鼠的认知功能。2月龄与6月龄5×FAD小鼠经人iPSC来源小胶质细胞细胞外囊泡（EV）治疗后，脑内β淀粉样蛋白（Aβ）斑块、星形胶质细胞增生与小胶质细胞活化均显著减少。iPSC来源小胶质细胞还可根据潜在病理表达治疗性蛋白，例如在阿尔茨海默病实验模型中，在斑块应答启动子控制下表达Aβ降解酶脑啡肽酶。iMac也是抗癌细胞疗法的有前景平台，可通过表达嵌合抗原受体（CAR-iMac）增强肿瘤杀伤能力，联合阻断唾液酸结合免疫球蛋白样凝集素Siglec-5与Siglec-10等检查点受体，或通过aconitate decarboxylase 1（ACOD1）敲低进行代谢重编程。据我们所知，目前尚无CAR-iMac的活跃临床试验。
利用iPSC生成用于移植治疗获得性或遗传性骨髓衰竭及白血病的HSC仍远未实现临床转化，主要归因于iPSC来源HSC与其原代骨髓对应物的固有差异。不同于天然HSC，iPSC来源HSC不会自然经历从原始造血向定型造血的转换，这解释了实现稳健植入的困难。仅少数研究报道了可植入的iPSC来源造血细胞，近期Elefanty团队的开拓性工作展示了支持其高效生成的分化方案优化成果。
综上，iPSC是临床产品的宝贵来源，但仍存在局限，包括体外生成iPSC来源血液产品成本高昂、生产周期长及显著的细胞系间变异性。由于iPSC来源血细胞与其天然对应物的固有差异，并非所有功能都能在iPSC产品中复现。此外，原代血细胞与iPSC来源对应物存在独特的表观遗传谱，加之重编程产生的HSC样群体及分化过程中不完全的表观遗传重置加剧了这一差异。iPSC在长期培养中常因快速增殖克隆的选择获得染色体异常——这一风险要求对获批临床生产的iPSC系进行严格监测。长期培养还存在“培养获得性”非整倍体或显性阴性TP53突变的风险。因此，严格的质量控制已成为发表与临床转化的基本前提。最后，对于迈向细胞治疗的应用，致瘤性是首要关注点。残留未分化多能细胞形成畸胎瘤的可能性构成重大安全风险。当前缓解策略包括对CD34+祖细胞进行磁珠分选的严格纯化，以及工程化自杀基因安全开关（如诱导型caspase-9）。这些系统允许在恶性克隆出现时通过化学手段远程清除移植物，为临床应用提供必要的“安全刹车”。
利用器官芯片技术构建先进人类造血与髓系模型的微环境：现有平台与机遇
无论是出于建模目的还是再生医学应用，获取功能完全的人类造血与髓系细胞至关重要。过去二十年的研究日益明确，除获得生理学相关的人类细胞外，精准复现细胞在体内经历的动态微环境对于体外应用同样关键。微生理系统，尤其是器官芯片（OoC）技术，已成为复现细胞微环境体内特征与器官水平功能的有力工具。近年来涌现了众多骨髓芯片系统以重构骨髓龛、研究细胞生物学、建模病理状态及开展药物筛选，但尚未有系统整合人iPSC与OoC技术。利用小鼠原代细胞，Torisawa团队引入了先驱模型：首先将载有骨诱导材料的圆柱形聚二甲基硅氧烷（PDMS）载体皮下植入小鼠，生成含活骨髓的人工骨；八周体内成熟后，将工程化骨髓构建体取出并转移至PDMS微流控装置进行体外培养；微流控条件下培养四天后，成功维持了自我更新的多能造血干细
