《Frontiers in Marine Science》：Climate change-related stressors in aquaculture: modulation of gill microbiota and transcriptome in Atlantic salmon
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水产养殖业尚未充分准备应对气候变化的影响。温度升高、海洋热浪加剧以及水母暴发频率增加威胁着生产。养殖大西洋鲑（Salmo salar）的鳃部疾病已成为该行业最重大的挑战之一。少有研究探讨气候变化背景下鱼类黏膜微生物组与钵水母纲（scyphozoans）之间的相
水产养殖业尚未充分准备应对气候变化的影响。温度升高、海洋热浪加剧以及水母暴发频率增加威胁着生产。养殖大西洋鲑（Salmo salar）的鳃部疾病已成为该行业最重大的挑战之一。少有研究探讨气候变化背景下鱼类黏膜微生物组与钵水母纲（scyphozoans）之间的相互作用。本研究探讨了温度升高和氧气限制如何与水母（Aurelia aurita）暴露后的大西洋鲑鳃微生物组和鳃基因表达相互作用。研究人员通过ONT MinION测序16S rRNA基因V1-V3高变区确定鳃微生物群变化，并通过Illumina进行总RNA测序评估鳃转录组响应。无论是否暴露于水母，暴露于温度升高的鱼类的Alpha多样性香农指数（Shannon index）显著更高。此外，线性判别分析效应大小（LEfSe）分析发现链球菌属（Streptococcus）和葡萄球菌属（Staphylococcus）丰度显著增加，这些被确定为所有暴露于温度升高的组中的生物标志物。在转录组水平上，主成分分析（PCA）显示组间分离主要由温度升高变量驱动，该变量导致了最多数量的差异表达转录本。通路分析揭示，不同实验条件显著影响了与糖基化、免疫反应以及组织发育和完整性相关的转录本表达。尽管水母暴露并未显著影响鳃转录组响应，但与其他环境胁迫因子组合诱导了与止血、蛋白质修饰和细胞迁移相关的进一步变化。总体而言，这些结果提供了关于组合胁迫因子如何影响大西洋鲑鳃黏膜健康的重要证据，并突出了需要更详细探索的关键基因和微生物分类群，以理解气候变化对水产养殖影响背后的机制。
气候变化导致海洋温度升高、热浪频发以及水母（如Aurelia aurita）暴发增加，这些胁迫因子对水产养殖业构成严重威胁。大西洋鲑（Salmo salar）养殖中鳃部疾病（如复杂鳃病，CGD）已成为主要挑战，其病因复杂，涉及感染性和非感染性因素，且环境胁迫可加剧疾病。鳃作为气体交换、渗透调节和免疫防御的关键器官，其黏膜微生物组和基因表达在维持健康中起重要作用，但关于多种气候变化相关胁迫因子（如温度升高、低氧及水母暴露）联合作用对鳃微生物组和转录组影响的机制尚不明确。因此，本研究旨在探索这些复合胁迫因子如何调节大西洋鲑鳃黏膜微生物组成和基因表达，为理解气候变化对水产养殖健康的影响提供关键证据。
研究人员设计了一项模拟实验，将大西洋鲑幼鱼分为三组：对照组（C，12°C）、升温组（H，温度从12°C逐步升至17°C再回落）、升温+低氧组（HO，温度同H且氧饱和度降至70%），随后部分鱼暴露于绞碎的水母（Aurelia aurita）3小时并恢复72小时。通过ONT MinION测序16S rRNA V1-V3区分析鳃微生物组，利用Illumina RNA-seq分析鳃转录组。研究发现，温度升高是驱动微生物组和转录组变化的主要因素，导致链球菌属（Streptococcus）和葡萄球菌属（Staphylococcus）丰度显著增加，并上调糖基化、免疫及组织完整性相关基因，下调胶原蛋白及补体基因。水母单独暴露影响较小，但与升温或低氧组合时诱导了止血、蛋白质修饰和细胞迁移相关通路的变化。该研究发表在《Frontiers in Marine Science》，揭示了复合胁迫因子对鳃黏膜健康的潜在影响，为后续功能验证和疾病防控提供了关键基因和微生物靶点。
主要关键技术方法包括：样本来源于挪威特罗姆瑟水产养殖研究站，大西洋鲑幼鱼（~50 g）购自挪威皇家三文鱼公司，经驯化后分配至6个500 L水箱（每组2个重复）进行26天处理。采用ONT MinION平台对16S rRNA基因V1-V3高变区进行扩增子测序，经Porechop、NanoFilt和yacrd预处理后，通过Minimap2比对SILVA v138.1数据库进行分类学分配。同时，使用Illumina NovaSeq平台进行总RNA测序（150 bp双端），经BBDuk质控后以HISAT2比对大西洋鲑基因组，用Stringtie定量，并通过DESeq2鉴定差异表达转录本（DET）。统计分析使用phyloseq、LEfSe和ShinyGO等工具，相关性分析采用Spearman秩相关。
3.1 生物测量数据和鳃评分
通过测量体重、体长和条件因子（CF），发现H组和HO组体重略低于其他组，但鳃评分（视觉评分1-5）未显示组间显著差异，表明实验期间未出现明显鳃损伤。
3.2 测序结果
MinION测序获得978,441条分类学注释序列，平均每样本16,307条，共鉴定出15,091个扩增子序列变异（ASV）和987个属。RNA测序获得约30亿条原始读长，平均每样本2700万条，比对率50.4%。
3.3 鳃黏膜微生物组成
Alpha多样性（香农指数）显示，C组和C_J组显著低于其他组（p<0.05）。Beta多样性（PERMANOVA）表明处理组间微生物群落结构显著差异（p=0.001，R
2=0.488），NMDS图显示C组和C_J组与其他组分离。在门水平上，放线菌门（Actinobacteriota）在C组占优势（65%），而厚壁菌门（Firmicutes）和拟杆菌门（Bacteroidota）在H、HO组中占主导（40.7%和33.1%）。LEfSe分析在属水平上鉴定出链球菌属（Streptococcus）和葡萄球菌属（Staphylococcus）为升温组（H、H_J、HO、HO_J）的生物标志物，其平均相对丰度分别为17.7%和14%，而C组仅为4.5%和3.8%。水母暴露未产生特异性生物标志物，且未检测到显著菌群失调（dysbiosis）。
3.4 鳃RNA-seq分析
与C组相比，共鉴定出686个差异表达转录本（DET），PCA显示C组和C_J组与H、H_J、HO、HO_J组明显分离。UpSetR图显示，单一水母暴露（J组）仅下调7个转录本，而升温组（H、H_J、HO、HO_J）上调341~420个转录本，其中255个共享。当加入低氧（HO）或低氧+水母（HO_J）时，分别新增52和59个上调转录本。值得注意的是，DET中包括271个长链非编码RNA（lncRNA）和47个转座元件。基因本体生物学过程（GOBP）富集分析显示，所有升温组均上调皮肤发育/分化相关通路；H_J和HO_J组富集糖基化通路；HO_J组还富集蛋白质修饰和信号通路。下调DET中，J组涉及凋亡和蛋白质磷酸化，H_J组涉及免疫反应和组织发育，HO_J组涉及止血和细胞运动。具体基因分析发现，糖基化酶（如b3galt1、b3galt2、galnt8）和黏蛋白基因在几乎所有升温组中上调；止血相关基因（如hemopexin、plasminogen）在H和HO_J组下调；免疫相关基因中，补体基因（c2、c3、c4b）普遍下调，而免疫抑制基因socs3在升温加暴露组上调；胶原蛋白基因在H、HO、H_J组下调，角蛋白基因在所有升温组上调。
3.5 宿主-微生物组相关性网络
针对丰度>1%的细菌与糖基化相关DET进行Spearman相关性分析，发现Skermanella和Corynebacterium与多数糖基化转录本呈负相关，而Lactobacillus与galnt8呈正相关。尤其升温生物标志物链球菌属和葡萄球菌属与半乳糖基转移酶b3galt1和b3galt2呈正相关（Spearman r=0.54~0.61，FDR<0.001）。
讨论部分总结了研究结果：温度升高是驱动鳃微生物组和转录组变化的主要因素，导致链球菌和葡萄球菌丰度增加，并引起糖基化、免疫反应和组织完整性相关基因的显著改变。水母单独暴露未引起显著变化，但与升温或低氧联合时额外影响了止血、蛋白质修饰和细胞迁移通路。这些发现强调复合胁迫因子对鳃黏膜健康的潜在影响，并指出关键基因（如糖基转移酶、角蛋白、补体）和微生物标记（Streptococcus和Staphylococcus）可作为未来研究重点。研究结论翻译如下：总体而言，这些结果提供了关于组合胁迫因子如何影响大西洋鲑鳃黏膜健康的重要证据，并突出了需要更详细探索的关键基因和微生物分类群，以理解气候变化对水产养殖影响背后的机制。
