一氧化氮通过协调乙烯生物合成和抗氧化代谢，维持切花薰衣草在冷藏和瓶插寿命期间的采后品质

《Postharvest Biology and Technology》：Nitric oxide maintains postharvest quality of cut lavender by coordinating ethylene biosynthesis and antioxidant metabolism during cold storage and vase life

　　

NO可显著延长鲜切薰衣草经冷储后的瓶插期；NO维持水分平衡并促进花蕾开放；NO通过降低ACC、ACS和ACO活性抑制乙烯生物合成；NO增强抗氧化代谢并维持AsA-GSH氧化还原稳态；转录组学揭示乙烯信号与ROS代谢的协同调控。

**1. 引言**

鲜切花属于高度易腐却在全球花卉产业中极具经济价值的重要园艺商品（Shinde et al., 2023; Wu et al., 2025）。其采后品质在很大程度上由采收后触发的生理退化过程所决定，主要包括水分失衡、衰老加速、色素降解以及视觉与嗅觉吸引力的下降（Sukpitak and Seraypheap, 2022; Wang et al., 2017）。近年来，薰衣草（*Lavandula angustifolia* Mill.）凭借其独特的芳香特征和引人入胜的穗状花序结构，在鲜切花市场中获得了显著的商业地位。然而，针对薰衣草采后保鲜与冷链物流的研究仍然十分匮乏。初步观察表明，鲜切薰衣草的采后退化速度很快，其特征包括过度失水、花蕾萎蔫、衰老加速以及瓶插期缩短。这些生理障碍在长途冷链运输过程中尤为严重。因此，这种快速的品质下降严重损害了商品价值，构成了鲜切薰衣草更广泛商业化应用的主要瓶颈。

在鲜切花供应链中，冷链物流通常被用于延缓采后衰老，主要通过降低呼吸速率、抑制代谢活动和延缓发育过程来维持花卉品质（Costa et al., 2011）。然而，尽管低温运输具有显著的保鲜效果，即使是短暂的低温暴露也会诱发生理冷害胁迫，导致细胞氧化损伤、膜不稳定以及内源激素失衡（Sanches et al., 2025）。更为关键的是，鲜切花从冷链运输转入常温环境后，往往会经历一个加速退化的阶段，其特征为衰老迅速、严重失水和瓶插期显著缩短（Costa et al., 2011; Mohammadi et al., 2021）。对鲜切玫瑰和菊花的研究表明，冷储会损害采后水分关系并加剧氧化损伤，最终缩短其后续的瓶插期（Fanourakis et al., 2022; Woltering and Paillart, 2018）。因此，从冷环境到常温环境的过渡应被视为一种独特的生理挑战，而非储存的被动终点。对于鲜切薰衣草而言，决定其在此过渡期间抗逆能力的过程及其对预储存处理的响应尚不清楚。

乙烯是观赏植物开花、衰老和采后退化的核心调节因子。过量或持续性的乙烯产生会加速花瓣萎蔫、花蕾脱落、程序性细胞死亡以及观赏品质的丧失（Cheng et al., 2021; Parveen et al., 2023）。最近在玫瑰、草皮牡丹和康乃馨中的分子研究表明，花朵衰老涉及乙烯生物合成和下游乙烯响应网络的双重转录重编程（Cheng et al., 2021; Ji et al., 2022a; Wang et al., 2023）。乙烯调控与细胞氧化还原状态密切相关，因为乙烯和活性氧（ROS）可以共同促进花组织中的氧化损伤和衰老相关过程（Zou et al., 2014）。

NO是一种具有氧化还原活性的信号分子，通过与ROS及多种植物激素网络的相互作用参与植物衰老。在这些相互作用中，NO-乙烯串扰对采后衰老尤为相关，因为NO通常延缓衰老，而乙烯促进衰老；然而，这一相互作用的方向和程度取决于物种、组织、发育阶段和胁迫环境（Hussain et al., 2022; Kolbert et al., 2019）。来自鲜切花的证据支持在乙烯和氧化还原水平上均存在调控。在鲜切玫瑰中，外源NO延长了瓶插期，同时降低了ACO活性和乙烯产量（Liao et al., 2013）。在分子水平上，苹果果实中NO介导的MdERF5调控抑制了MdACS1转录和MdACO1活性，表明NO可以影响乙烯相关的转录和生物合成（Ji et al., 2022b）。在鲜切六出花和百合中，NO处理增强了抗氧化能力，限制了氧化或膜损伤，并延长了花朵寿命（Aftab et al., 2024; Sadeghi and Jabbarzadeh, 2024）。综合来看，这些发现表明，NO介导的保鲜作用可能依赖于乙烯生物合成和抗氧化代谢的协同调控，而非单一过程的独立变化。这种协同作用是否在鲜切薰衣草的冷储期间及后续瓶插期发挥作用仍然未知。

基于上述背景，我们提出以下可检验的假设：外源NO预处理可通过协同抑制乙烯生物合成和激活抗氧化防御系统，有效缓解鲜切薰衣草从冷环境到常温过渡期间的氧化损伤和水分失衡，从而延缓采后衰老并延长瓶插期。为验证该假设，我们首先系统评估了模拟冷储及后续常温瓶插期间鲜切薰衣草视觉品质、水分关系、ROS积累和乙烯产量的动态变化。为在分子水平验证这些生理学观察结果，我们采用转录组分析（RNA-seq）专门阐明乙烯和ROS代谢背后的转录调控，从而以基因表达图谱佐证生理学数据。通过这种整合的生理学与分子生物学方法，本研究旨在阐明NO介导的鲜切薰衣草冷耐受性和衰老延缓机制，为减缓冷链物流期间的品质退化提供理论依据。

**2. 材料与方法**

**2.1. 花卉与处理**

将花蕾期的鲜切薰衣草（*Lavandula angustifolia* Mill. cv. '芯芯四号'）从华梦谷薰衣草种植基地（中国新疆伊犁州霍城县）采收。选取花蕾紧凑、粗细均匀的茎秆，修剪至约40 cm长。茎秆立即在4 ℃下运输至实验室，并在处理前预冷12 h。

将茎秆随机分为四组（每组5 kg）：对照组（Control）：鲜切薰衣草放置于熏蒸装置中，维持常压状态且不作其他处理；NO处理组：茎秆分别在20、40或60 μL L?1浓度NO气体中熏蒸4 h，遵循先前描述的方案（Yan et al., 2019）。熏蒸后，将鲜切花于4 ℃冷库中储存。在冷储1天、2天和3天后分别启动瓶插试验。

瓶插前，去除衰老叶片，仅保留顶端2-3片叶。将茎基以45°斜角重新切割，距顶生花序的长度保留20-25 cm。经4 h复水处理后，将每组60枝形态均匀且无缺陷的茎秆垂直插入装有500 mL去离子水的花瓶中。花瓶置于20 ± 2 ℃、相对湿度60%的受控环境中，每种处理分配十个花瓶用于拍照记录和生理指标测定。每日记录形态变化。每种处理从50朵花中随机采集花瓣组织，立即液氮速冻并储存于-80 ℃。

**2.2. 瓶插期评价**

当约70%的花蕾达到4级衰老阶段且出现大量脱落时，视为瓶插期终止，标志着主要观赏价值的完全丧失。各发育与衰老阶段的表型标准如图S1所示，分类如下：

a：紧蕾期
b：部分开放（半开）
c：完全开放（盛开）
d：初期衰老（轻微萎蔫）
e：晚期衰老（严重萎蔫或坏死）

**2.3. 水分平衡与鲜重变化的测定**

水分平衡和鲜重动态变化按照Zhang等（2023）的方法进行评估。每日记录以下数据：花瓶 + 溶液 + 鲜切花的总重量（Wtotal）、花瓶 + 溶液的重量（W(瓶+液)）以及鲜切花的初始重量（FW0）。

具体参数计算如下：

水分损失（WL, g·茎?1·d?1）= 第n-1天的Wtotal - 第n天的Wtotal

水分吸收（WU, g·茎?1·d?1）= 第n-1天的W(瓶+液) - 第n天的W(瓶+液)

水分平衡（WB, g·茎?1·d?1）= WU - WL

鲜重（FWn, g）= 第n天的Wtotal - 第n天的W(瓶+液)

第n天鲜重的百分比变化计算如下：

ΔFW (%) = ((FWn - FW0) / FW0) × 100%，其中n代表瓶插期评价的天数。

**2.4. 开花率的测定**

在瓶插期开始时，记录每个重复中10枝指定茎秆的初始花蕾数量。随后每日监测这些特定茎秆上完全开放的花蕾数量，直至瓶插期结束。每种处理包含三个生物学重复。开花率按以下公式计算：

开花率 (%) = (开放花蕾数 / 初始花蕾数) × 100%

**2.5. 乙烯代谢的测定**

乙烯产量的测定方法参照Wei等（2021）的报道，并作略有修改。具体而言，将3 g鲜薰衣草组织密封于1 L密闭容器中，培养2 h。随后用气密性注射器提取1 mL顶空气体样品，注入气相色谱仪（GC）进行分析。乙烯产生速率以μg·kg?1·h?1表示。

1-氨基环丙烷-1-羧酸（ACC）含量以及ACC合酶（ACS）和ACC氧化酶（ACO）活性按照我们先前建立的方法测定（Wei et al., 2021）。ACC含量以ng·kg?1表示，ACS和ACO活性均以U·kg?1表示。

**2.6. 抗氧化代谢的测定**

过氧化氢（H?O?）、超氧阴离子（O?·?）和丙二醛（MDA）含量使用商品化试剂盒测定（AKAO009M、AKAO008M和AKFA013M；北京博奥生物科技公司，北京，中国）。

H?O?和O?·?的结果以mmol·kg?1表示，MDA含量以μmol·kg?1表示。

关键抗氧化酶——过氧化氢酶（CAT）、超氧化物歧化酶（SOD）、谷胱甘肽还原酶（GR）、抗坏血酸过氧化物酶（APX）、脱氢抗坏血酸还原酶（DHAR）和单脱氢抗坏血酸还原酶（MDHAR）的活性，以及非酶类抗氧化剂——抗坏血酸（AsA）、还原型谷胱甘肽（GSH）、脱氢抗坏血酸（DHA）和氧化型谷胱甘肽（GSSG）的含量，按照先前建立的方法测定（Zhang et al., 2025）。所有酶活性以U·kg?1表示，AsA和DHA含量以μmol·kg?1表示，GSH和GSSG含量以mmol·kg?1表示。

**2.7. RNA-Seq**

从对照和NO处理的鲜切薰衣草中采集瓶插期第3天的花瓣组织，这些花卉此前分别经过1天、2天或3天的冷储。每种条件下三个生物学重复，共采集18个样品。使用TRIzol试剂提取总RNA并进行严格的质量控制。通过oligo(dT)磁珠富集poly(A) mRNA后，将mRNA片段化并逆转录为双链cDNA。所得cDNA片段经末端修复、加A尾和连接测序接头处理后，通过PCR扩增构建文库。

验证合格的文库在Illumina NovaSeq平台上采用双端150 bp策略进行测序，每个样品产生约6 Gb原始数据。利用Trimmomatic对原始reads进行质量过滤，随后使用Trinity进行从头组装为unigenes。通过将unigenes比对至NR和Swiss-Prot等公共数据库进行功能注释。

转录本丰度使用RSEM定量，并通过FPKM（每百万比对reads每千碱基转录本片段数）方法进行标准化。差异表达基因（DEGs）的鉴定标准为：错误发现率（FDR）< 0.05且|log? Fold Change| ≥ 1。最后，利用GOseq和KOBAS对DEGs进行基因本体（GO）和KEGG通路富集分析。

**2.8. 相关基因的qRT-PCR分析**

按照生产商说明，使用RNAprep Pure Plant Kit（DP441，含DNase I；天根生物，北京，中国）从薰衣草花瓣样品中提取总RNA。使用FastKing RT Kit（KR116，含gDNase；天根生物）合成第一链cDNA，随后进行qRT-PCR分析。靶基因和内参基因的引物序列详见补充表2。相对基因表达水平使用2^(-ΔΔCT)方法计算。

**2.9. 统计分析**

所有生理和生化测定均使用三个独立生物学重复（n = 3）进行，数据以均值 ± 标准差（SD）表示。图表使用GraphPad Prism软件生成。在进行参数分析之前，检验数据的正态性和方差齐性。对于图1中四种处理的比较，每个采样阶段的数据采用单因素方差分析（ANOVA），随后进行Duncan多重范围检验。对于图2、图3、图4和图5中对照组与40 μL L?1 NO处理组的比较，在每个采样阶段分别进行双尾独立样本Student's t检验。

不同小写字母表示各处理间在P < 0.05水平上差异显著，而*和**分别表示两组处理间在P < 0.05和P < 0.01水平上差异显著。

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**图1.** NO熏蒸对不同冷藏时长后薰衣草切花水分平衡、鲜重变化、开花率和瓶插寿命的影响。冷藏1天（A）、2天（B）和3天（C）后的水分平衡；冷藏1天（D）、2天（E）和3天（F）后的鲜重变化率；冷藏1天（G）、2天（H）和3天（I）后的开花率；冷藏1天（J）、2天（K）和3天（L）后的瓶插寿命。数据以均值±标准差表示（n = 3）。同一样本日不同小写字母表示各处理间差异显著（P < 0.05）。

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**图2.** NO熏蒸对不同冷藏时长后薰衣草切花乙烯生物合成的影响。冷藏1天（A）、2天（B）和3天（C）后的乙烯释放量；1-氨基环丙烷-1-羧酸（ACC）含量在冷藏1天（D）、2天（E）和3天（F）后的变化；ACC合成酶（ACS）活性在冷藏1天（G）、2天（H）和3天（I）后的变化；ACC氧化酶（ACO）活性在冷藏1天（J）、2天（K）和3天（L）后的变化。每个采样日与相应对照组相比，*（P < 0.05）和**（P < 0.01）表示差异显著。

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**图3.** NO熏蒸对不同冷藏时长后薰衣草切花活性氧积累和膜脂过氧化的影响。冷藏1天（A）、2天（B）和3天（C）后的过氧化氢（H?O?）含量；冷藏1天（D）、2天（E）和3天（F）后的超氧阴离子（O?·?）产生速率；冷藏1天（G）、2天（H）和3天（I）后的丙二醛（MDA）含量。

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**图4.** NO熏蒸对不同冷藏时长后薰衣草切花抗氧化酶活性的影响。冷藏1天（A）、2天（B）和3天（C）后的过氧化氢酶（CAT）活性；冷藏1天（D）、2天（E）和3天（F）后的超氧化物歧化酶（SOD）活性；冷藏1天（G）、2天（H）和3天（I）后的谷胱甘肽还原酶（GR）活性；冷藏1天（J）、2天（K）和3天（L）后的抗坏血酸过氧化物酶（APX）活性；冷藏1天（M）、2天（N）和3天（O）后的脱氢抗坏血酸还原酶（DHAR）活性；冷藏1天（P）、2天（Q）和3天（R）后的单脱氢抗坏血酸还原酶（MDHAR）活性。

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**图5.** NO熏蒸对不同冷藏时长后薰衣草切花非酶抗氧化剂的影响。冷藏1天（A）、2天（B）和3天（C）后的抗坏血酸（AsA）含量；冷藏1天（D）、2天（E）和3天（F）后的脱氢抗坏血酸（DHA）含量；冷藏1天（G）、2天（H）和3天（I）后的还原型谷胱甘肽（GSH）含量；冷藏1天（J）、2天（K）和3天（L）后的氧化型谷胱甘肽（GSSG）含量。

**3. 结果**

**3.1 NO处理对薰衣草切花水分平衡、鲜重、开花率和瓶插寿命的影响**

如图1（A-C）所示，无论冷藏时长如何，所有NO处理均延迟了瓶插期内水分平衡向负值转化的时间，其中40 μL L?1 NO处理效果最为显著。即使在NO处理下，冷藏3天的切花水分平衡下降速度仍快于冷藏1天或2天的切花。瓶插寿命结束时，冷藏3天后40 μL L?1 NO处理的水分平衡（图1C）比冷藏1天和2天分别低90.67%和84.05%（P < 0.05）。

如图1（D-F）所示，各组鲜重变化率均呈先升高后降低的趋势；然而，40 μL L?1 NO处理推迟了鲜重下降的开始时间并增强了吸水能力。在冷藏1天后瓶插第3天，40 μL L?1 NO组的鲜重变化率为对照组的2.93倍（图1D）。随着冷藏时间的延长，这种保水优势更为明显。在冷藏3天的切花中（图1F），对照组的鲜重在瓶插第2天即转为负值，表明发生了失水和萎蔫。瓶插期结束时，与对照组相比，40 μL L?1 NO处理使鲜重损失降低了52.00%（P < 0.05），维持了细胞的膨压。

如图1（G-I）所示，所有NO处理均提高了并维持了各冷藏时长下的开花率，其中40 μL L?1 NO处理开花率最高。延长冷藏时间抑制了开花能力。即使在NO处理下，冷藏3天的切花开花期率仍较低；其峰值开花率及维持水平均低于冷藏1天或2天的切花。在瓶插第5天，冷藏3天后40 μL L?1 NO组的开花率比冷藏1天和2天分别低82.31%和79.36%（图1I，P < 0.05）。

如图1（J-L）所示，所有NO处理均延长了瓶插寿命。40 μL L?1 NO处理优于对照组及其他浓度组。在冷藏1天和2天条件下（图1J、K），40 μL L?1 NO组的瓶插寿命分别较对照组延长了60.94%和61.11%，且长于20和60 μL L?1 NO组（P < 0.05）。当冷藏胁迫延长至3天时（图1L），对照切花出现品质劣变，而40 μL L?1 NO处理则延长了观赏寿命，其瓶插寿命为对照组的2.25倍。

综上所述，40 μL L?1 NO处理在所有冷藏时长下均表现出最佳的保鲜效果。因此，选择该浓度进行后续的生理和转录组分析，以阐明其保鲜机制。

**3.2 NO处理对薰衣草切花乙烯代谢的影响**

如图2（A-C）所示，先前的冷藏时长影响了瓶插期的乙烯释放。初始乙烯释放量随冷藏时间延长而增加，冷藏3天后达到峰值，为冷藏1天后值的1.22倍。NO处理在瓶插期内抑制了乙烯释放。在瓶插第5天，冷藏2天和3天后NO处理切花的乙烯释放量分别为相应对照值的81.90%和92.52%（图2B、C，P < 0.05）。

如图2（D-F）所示，NO处理降低了各冷藏时长下的ACC含量。在瓶插第3天，冷藏3天后切花的ACC含量比对照组低15.56%（P < 0.01）。

如图2（G-I）所示，冷藏1天和2天的对照切花在瓶插后期ACS活性升高；NO处理抑制了这种升高。瓶插期结束时，冷藏1天后NO处理组的ACS活性比对照组低26.85%（P < 0.01）。

如图2（J-L）所示，冷藏1天和2天的对照切花在瓶插早期ACO活性保持较低水平。相比之下，冷藏3天的切花在第3天ACO活性升高，此后维持高水平。此时，NO处理组的ACO活性为对照组的49.49%，并在瓶插期结束时保持低水平（P < 0.01）。

**3.3 NO处理对薰衣草切花H?O?、O?·?和MDA含量的影响**

如图3（A-C）所示，冷藏3天的切花H?O?含量高于冷藏1天或2天的切花。瓶插寿命结束时，NO处理将各冷藏时长下的H?O?含量降至相应对照值的0.84倍、0.67倍和0.70倍（P < 0.01）。

如图3（D-F）所示，冷藏1天和2天的切花在瓶插期内O?·?产生速率持续升高。瓶插寿命结束时，NO处理组的O?·?产生速率分别比对照组低8.44%和6.54%（P < 0.05）。

如图3（G-I）所示，各冷藏时长下MDA含量在瓶插期内均呈上升趋势；然而，NO处理抑制了这种增加。瓶插寿命结束时，NO处理组的MDA含量降至相应对照值的0.89倍、0.91倍和0.93倍（P < 0.01）。

**3.4 NO处理对薰衣草切花ROS清除酶活性的影响**

冷藏1天和2天的切花CAT活性呈先升高后降低的趋势，而冷藏3天的切花CAT活性持续下降（图4A-C）。与对照组相比，NO处理使冷藏1天和2天的切花CAT活性峰值推迟了一天。在冷藏3天的切花中，NO处理在瓶插期内维持了高于对照组的CAT活性（P < 0.05）。

如图4（D-F）所示，冷藏1天和2天的NO处理切花SOD活性在第3天达到峰值，分别达到相应对照组的1.11倍和1.14倍（P < 0.01）。如图4（G-I）所示，冷藏1天和2天的切花GR活性在第1天升高，随后三天保持稳定，之后下降。在冷藏3天的切花中，GR活性在第2天达到峰值，为对照组的1.38倍（P < 0.01）。

NO处理提高了各冷藏时长下的APX活性。在瓶插第2天，冷藏1天、2天和3天的NO处理组APX活性分别比相应对照组高36.56%、20.73%和12.28%（图4J-L，P < 0.01）。

各冷藏时长下DHAR活性在瓶插期内均呈下降趋势（图4M-O）。在冷藏1天、2天和3天的NO处理组中，DHAR活性分别在第3天、第3天和第2天达到峰值，分别达到相应对照组的1.02倍、1.08倍和1.20倍（P < 0.05）。

NO处理还提高了各冷藏时长下的MDHAR活性，其峰值与DHAR活性峰值一致（图4P-R）。瓶插期结束时，冷藏1天、2天和3天的NO处理组MDHAR活性分别比相应对照组高22.88%、40.58%和50.98%（P < 0.01）。

**3.5 NO处理对薰衣草切花AsA、GSH、DHA和GSSG含量的影响**

NO处理减轻了储存期间AsA含量的下降（图5A-C）。在冷藏1天和2天的切花中，第2天的AsA含量分别比对照组高11.06%和10.48%（P < 0.01）。各冷藏时长下DHA含量在瓶插期内均呈下降趋势，尽管各组均在第2天达到峰值。对照组在整个期间DHA水平更高；在第2天峰值时，冷藏1天、2天和3天的NO处理组DHA水平分别为对照组的1.23倍、1.29倍和1.32倍（图5D-F，P < 0.01）。如图5（G-I）所示，冷藏1天、2天和3天的NO处理切花GSH含量在第2天达到峰值，分别达到相应对照组的1.19倍、1.07倍和1.16倍（P < 0.01）。各冷藏时长下GSSG含量呈先升后降的趋势（图5J-M）。在冷藏1天、2天和3天的对照组中，GSSG含量分别在第3天、第3天和第2天达到峰值。这些峰值分别比相应NO处理组高19.96%、24.85%和14.51%（P < 0.01）。

**3.6 转录组分析**

主成分分析（PCA）显示，PC1和PC2分别解释了总方差的73%和10%（图6A）。处理组间分离清晰，生物学重复聚类紧密，证实了后续差异表达基因（DEG）分析的数据质量充足。韦恩图分析鉴定出三组比较（A1 vs. A2、B1 vs.

（B2与C2）（图6B），表明该核心基因集构成了所有冷藏时长下对NO处理的响应基础。此外，A1与A2的比较产生了9033个差异表达基因（2847个上调；6186个下调），B1与B2的比较产生了11,615个差异表达基因（3042个上调；8573个下调），C1与C2的比较产生了8292个差异表达基因（2215个上调；6077个下调）（图6C–E）。下载：下载高分辨率图片（404KB）下载：下载全尺寸图片图6. 鲜切薰衣草花对NO熏蒸的转录组响应概况。（A）转录组数据集的主成分分析（PCA）。（B）显示三种比较间共享和独特差异表达基因的韦恩图。A1与A2（C）、B1与B2（D）和C1与C2（E）中差异表达基因的火山图。红色和蓝色点分别代表显著上调和下调的基因，灰色点表示无显著差异表达的基因。

3.7 差异表达基因的功能富集分析

在A1与A2的比较中（图7），NO处理主要激活了信号转导和转录调控过程。在生物过程（BP）类别中，差异表达基因富集于"对刺激的响应"、"对激素的响应"和"对有机物质的响应"。在B1与B2的比较中（图7），功能焦点转向代谢调控和氧化还原稳态。富集的BP术语包括"对含氧化合物的响应"和"对脂质的响应"，而富集的分子功能（MF）术语突出了"氧化还原酶活性"和"单加氧酶活性"。这表明NO在该阶段通过调控抗氧化酶基因表达来维持氧化还原稳态。在C1与C2的比较中（图7），NO调控扩展至蛋白质翻译和次级代谢。在细胞组分（CC）和MF类别中，核糖体相关术语与氧化还原酶活性一同富集，而BP类别中富集了"次级代谢物生物合成过程"。下载：下载高分辨率图片（290KB）下载：下载全尺寸图片图7. NO处理鲜切薰衣草花中差异表达基因的功能富集分析。A1与A2（A）、B1与B2（B）和C1与C2（C）中差异表达基因的本体基因（GO）富集分析。

KEGG通路富集分析确定了三种比较中差异表达基因的关键调控网络，排名前20的富集通路如图8所示。在A1与A2的比较中（图8），富集通路包括"植物激素信号转导"、"MAPK信号通路-植物"、"植物-病原体互作"和"核糖体"。B1与B2的比较（图8）突出了"过氧化物酶体"、"苯丙烷类生物合成"、"甘油磷脂代谢"和"酪氨酸代谢"。最后，C1与C2的比较（图8）富集了"核糖体"、"植物激素信号转导"、"单萜类生物合成"和"甘油磷脂代谢"。下载：下载高分分辨率图片（442KB）下载：下载全尺寸图片图8. NO处理鲜切薰衣草花中差异表达基因的功能富集分析。A1与A2（A）、B1与B2（B）和C1与C2（C）中差异表达基因的京都基因与基因组百科全书（KEGG）通路富集分析。根据富集显著性显示排名前20的显著富集通路。

3.8 基因表达的qRT-PCR验证

为了验证RNA-seq数据，qRT-PCR定量了九个核心差异表达基因（LaERF110、LaACS1、LaSOD1、LaPOD2、LaGR、La4CL1、LaDFRA、LaPAL和LaMYB12）的表达，这些基因富集于乙烯生物合成、信号转导和抗氧化系统通路中。通过qRT-PCR获得的相对表达模式与RNA-seq的log2倍数变化（log2FC）值一致，证实了转录组分析的可靠性。

4. 讨论

4.1 NO在整个冷链储存和后续瓶插寿命期间保持鲜切薰衣草的观赏品质

鲜切薰衣草在采后迅速劣变，因为脱离母体植株中断了根介导的水分吸收，而蒸腾作用、呼吸作用和花蕾发育仍在持续。当花茎从冷藏转移至常温瓶插条件时，这种不平衡变得尤为突出，因为温度升高迅速增加了水分需求，并可能损害茎的水力传导能力，从而加速脱水和质量损失（van Gorsel和Ravesloot，2019）。在本研究中，所有NO处理（20、40和60 μL L?1）均改善了视觉质量，维持了水分平衡和鲜重，并促进了更高的开花率（图S2-S4），其中40 μL L?1提供了最强的整体效果。该处理在冷藏1或2天后将瓶插寿命延长了60%以上，并在冷藏3天后保持了对照2.25倍的瓶插寿命（图1）。这些结果表明，NO熏蒸可能代表鲜切薰衣草的一种潜在采后策略，尽管其商业可行性需要进一步评估。

对于薰衣草等穗状花序而言，维持水分状态尤为重要，其众多小花沿延长的花轴分布，并依赖于持续的花茎水分运输（Carins-Murphy等，2023；van Doorn，1996）。水分供应中断可能优先影响远端小花，导致开花不完全、萎蔫或提前脱落。在本研究中，NO处理花茎中较高的开花率表明水分状态和代谢资源得到了更有效的维持，从而支持了整个瓶插期间花蕾的持续发育。值得注意的是，尽管抑制代谢活动可以延迟采后衰老，但过度抑制常常损害花朵开放。相比之下，NO在延长瓶插寿命的同时维持甚至促进了正常的花朵开放，表明其有益效果并非归因于一般的代谢抑制。相反，NO似乎优化了持续的花发育与衰老进程之间的生理平衡，从而同时保持了观赏品质和采后寿命（Zulfiqar等，2023）。

NO在冷藏1、2或3天后转移至常温条件的花茎中的效力有所不同，表明其保护效果取决于冷链暴露期间建立的生理状态。虽然低温储存最初会抑制呼吸作用并减少蒸腾水分损失，但长期储存会逐渐损害膜完整性，削弱抗氧化能力，从而降低鲜切花从冷藏中取出后的恢复能力（Aghdam等，2019）。因此，鲜切薰衣草的采后表现不仅取决于冷藏结束时的生理状态，还取决于随后向常温瓶插条件过渡期间的韧性。本研究通过在冷链储存不同阶段后评价花朵并进行瓶插模拟，证明了NO改变了这一关键的从冷到常温的过渡，凸显了其在增强生理恢复中的作用，而不仅仅是延迟冷藏期间的劣变。

4.2 NO通过调控乙烯生物合成延迟鲜切薰衣草衰老

乙烯是花朵开放、衰老和小花脱落的中心调节因子，其作用取决于发育阶段和内源浓度（Cheng等，2021）。采后过度或持续的乙烯产生会加速衰老和观赏品质丧失（Reid和Wu，1992）。在本研究中，NO在冷藏和后续瓶插寿命期间一致地降低了乙烯产生，伴随着较低的ACC积累和减少的ACS和ACO活性（图2）。由于ACS控制ACC形成而ACO催化其转化为乙烯，它们的协调减少表明NO在连续步骤上限制了乙烯生物合成（Czarny等，2006；Zhang等，2024）。NO还可以在转录水平上调控乙烯生物合成（Cheng等，2009）。在香蕉果实中，NO降低了MaACS1和MaACO1的转录本丰度，尽管转录和酶促响应并非完全平行（Cheng等，2009）。同样，NO处理的薰衣草显示出LaACS和LaACO的下调（图S5），与较低的ACS和ACO活性、减少的ACC积累和降低的乙烯产生并行。这些结果支持了NO在转录和生化两个层面均减弱乙烯生物合成的结论。

4.3 NO通过调控抗氧化代谢延迟鲜切薰衣草衰老

采后衰老伴随着ROS产生与清除之间平衡的逐渐破坏（Wang等，2025）。在未经处理的薰衣草中，O2·?、H2O2和MDA的积累表明在冷藏和后续瓶插寿命期间持续存在氧化应激和膜脂质过氧化（图3）。在转移至常温条件后，这些增加变得更加明显，可能是由于温度变化胁迫和呼吸活动的恢复所致。相比之下，NO减少了O2·?和H2O2的积累并限制了MDA的增加，表明在广泛的膜损伤发生之前氧化损伤得到了缓解。较低的MDA含量与NO处理花朵中改善的鲜重保持、水分平衡和瓶插寿命一致。

SOD和CAT的响应进一步表明，NO通过协调而非孤立的酶调控增强了抗氧化防御（Siddiqui等，2024；Zhao等，2020）。SOD将超氧阴离子转化为H2O2，而CAT随后清除H2O2（Zhao等，2020）。当下游H2O2清除能力有限时，仅增加SOD可能不够。因此，与单独任一酶的响应相比，NO处理花朵中SOD和CAT活性的协调增强或维持更具生理相关性，并有助于防止ROS中间体的二次积累。

除CAT介导的H2O2分解外，抗坏血酸-谷胱甘肽（AsA-GSH）循环支持过氧化物解毒和细胞氧化还原缓冲（Endo等，2019；López-Huertas和Palma，2020）。APX使用AsA还原H2O2，而MDHAR和DHAR再生AsA，GR将GSSG回收为GSH（Dong等，2024）。因此，高效的抗氧化周转取决于协调的酶活性以及还原态与氧化态代谢物池之间的平衡。NO处理的薰衣草在相应的采样阶段维持了较高的APX、MDHAR、DHAR和GR活性，较高的AsA和GSH含量，以及较低的DHA和GSSG含量。这些变化与较高的AsA/DHA和GSH/GSSG比值以及更为还原的细胞内环境一致。AsA和GSH的高效再循环将维持APX依赖的H2O2解毒，限制脂质过氧化和膜损伤，并延迟采后衰老期间的氧化性劣变（Dong等，2024；Endo等，2019；Zhao等，2020）。

抗氧化代谢还可能将氧化还原调控与乙烯生物合成联系起来（Jurdak等，2020；Riyazuddin等，2020）。过量的H2O2可以激活胁迫和衰老相关的信号，而乙烯可能通过增强的呼吸作用和膜相关的氧化过程进一步促进ROS产生（?erny等，2018；Zhu等，2016）。因此，NO介导的氧化还原稳态维持可能减少ROS依赖性对乙烯生物合成的刺激，而较低的乙烯产生可能减轻衰老相关的ROS产生。这里观察到的协调变化支持了一种相互强化的乙烯-ROS关系，但直接因果关系需要进行乙烯回补或受体抑制实验。

4.4 转录组重编程协调NO处理鲜切薰衣草中的乙烯信号和氧化还原稳态

转录组分析为NO的生理和生化响应提供了分子支持。乙烯生物合成和信号转导通路的分析揭示，LaSAMS/METK2、LaACS1和LaACS2在所有三个冷藏时间点均一致下调，而LaACS3和类ACO转录本表现出阶段依赖性的抑制（图S5）。大多数选定的ERF家族基因，包括LaERF110和LaERF2，也遭到抑制，而LaERF3则持续诱导。这些模式表明是选择性重编程而非乙烯响应转录的均匀抑制，为观察到的乙烯生物合成和衰老抑制提供了分子支持。

在2天冷藏对比中，过氧化物酶体通路的富集凸显了与氧化还原调控的更强关联（图7、图8）。ROS产生的LaRBOHE和LaRBOHC转录本的主要抑制，加上LaSOD1、LaCAT2、LaAPX1、类LaGR转录本、LaGST、La2-Cys PRX和多个III类LaPOD转录本的阶段特异性诱导，与ROS和MDA积累减少及抗氧化酶活性增加一致（图S6）。相反，LaAPX2、LaGPX、类LaGST转录本、LaPER52和LaPER3的抑制表明，氧化还原响应具有亚型和阶段特异性，而非所有抗氧化基因的均匀激活。总体而言，这些变化支持了NO对ROS产生和抗氧化代谢的广泛但选择性重编程。

最近的花卉转录组研究同样表明，花瓣衰老涉及协调的、基因家族特异性的重编程，而非均匀的通路响应。在唐菖蒲中，RNA-seq将过氧化物酶基因和NAC/WRKY转录因子与小花衰老联系起来（Yamazaki等，2024），而康乃馨中的转录组和功能分析确定了DcWRKY33作为连接乙烯生物合成与花瓣衰老期间ROS积累的阳性调节因子（Wang等，2023）。这些发现与本研究中东乙烯和氧化还原相关转录本的阶段和亚型特异性变化一致，并支持我们对NO的整合乙烯-氧化还原调控响应的解释。

RNA-seq和RT-qPCR表达模式的一致性进一步支持了转录组数据集的可靠性（图9）。更重要的是，尽管存在亚型特异性差异，转录本丰度、酶活性、代谢物谱和采后品质特征之间的总体汇聚性，将转录调控与表型联系起来，并支持了跨多个生物学水平的协调调控。下载：下载高分辨率图片（612KB）下载：下载全尺寸图片图9. 实时定量PCR（qRT-PCR）验证RNA测序结果。

通过 qRT-PCR 测定了参与乙烯合成、激素信号传导、抗氧化代谢和次级代谢的九个代表性基因的相对表达水平，并与 RNA-seq 的 log? 折叠变化值进行比较。

4.5 NO 介导的乙烯合成与抗氧化代谢协调调控的整合模型

综合上述结果，支持一种工作模型：预贮藏 NO 熏蒸通过在冷藏到室温过渡期间协调乙烯衰减与氧化还原稳态，从而延长切花薰衣草的贮藏品质。乙烯合成基因的抑制、伴随 ACS 和 ACO 活性降低以及 ACC 积累减少，限制了乙烯的产生及其与衰老相关的效应。与此同时，部分产生 ROS 的基因表达下调，以及酶促抗氧化能力和 AsA-GSH 抗氧化能力的维持，限制了 ROS 积累、脂质过氧化和膜损伤，从而支持水分平衡、花序开放和瓶插寿命。转录组响应进一步表明，NO 引起的是阶段特异性和亚型特异性的重编程，而非整条通路被均匀激活或抑制。因此，乙烯和 ROS 可能构成一个相互促进的衰老回路，而该回路被 NO 所削弱。然而，由于未开展乙烯回补和受体抑制实验，现有数据支持的是协调相关性，而非乙烯抑制与 ROS 减少之间的直接因果关系。

5. 结论

NO 熏蒸通过协调抑制乙烯合成并维持冷藏及随后瓶插期间的氧化还原稳态，延缓了切花薰衣草的采后衰老。在乙烯调控层面，LaACS1 和 LaACS2 的下调，伴随 ACS 和 ACO 活性降低及 ACC 积累减少，与乙烯合成受限和乙烯相关衰老减弱相一致。在氧化还原调控层面，SOD、CAT、APX、MDHAR、DHAR 和 GR 活性的增强，以及还原态 AsA 和 GSH 池的维持，支持了持续的抗氧化周转，从而限制了 ROS 积累、脂质过氧化和膜损伤。乙烯和氧化还原相关基因的阶段特性和亚型特异性表达模式进一步表明，NO 选择性地重编程了这些通路，而非均匀激活或抑制其组分。综上，这种协调的乙烯-氧化还原调控响应似乎有助于维持膜功能和水分关系、延缓花序衰老并延长瓶插寿命。这些发现为 NO 熏蒸在切花薰衣草采后管理中的潜在应用提供了生理和分子基础。

资助

本工作受新疆维吾尔自治区重点研发计划项目（项目编号 2023B02003-1）"薰衣草鲜切花保鲜、干花保形、保色及防碎关键技术研究"资助。

CRediT 作者贡献声明

张 征：方法论。
王 丽：调查研究。
吴 斌：项目管理、概念构思。
张 宇：写作—审阅与编辑、写作—初稿、方法论。
冯雨蝶：方法论。

作者名单：张 宇 | 冯雨蝶 | 张 征 | 王 丽 | 吴 斌