脑膜瘤的生物学机制已通过近年来的组学（omics）研究得到显著阐明，这些研究识别出复发性突变、拷贝数改变（copy-number alterations）以及不同的分子亚组（molecular subgroups）。然而，尽管这些方法提供了有价值的框架，它们 inherently 在建立直接因果关系方面存在局限。因此，机制研究（mechanistic studies）对于将这些分子观察转化为生物学理解是不可或缺的。尽管如此，机制研究文献往往以碎片化方式发展，各条通路和模型系统相对独立于更广泛的多组学图谱进行研究。在本综述中，我们将这些互补的研究工作整合为一个统一框架，并勾勒出未来研究的清晰路线图。我们首先回顾了已建立的脑膜瘤细胞系的历史发展、其当前的分子特征，以及三维（3D）模型和类器官（organoids）的最新涌现。本文讨论了脑膜瘤体外建模的内在挑战，包括从主要为良性肿瘤中建立永生化细胞系的困难、永生过程中引入的遗传改变，以及在显著不同于亲本肿瘤的培养条件下发生的漂变（drift）。接下来，以这些模型为核心的功能研究见解被整合到大规模组学分析所建立的分子框架中。为避免碎片化和对孤立发现的过度强调，既往研究根据主要信号通路分为六类：Hippo、PI3K/Akt/mTOR、MAPK、Wnt/β-catenin、FOXM1 和 Notch。最后，本文借鉴其他癌症模型的经验，包括针对染色体尺度基因组扰乱的实验方法，以提供对脑膜瘤生物学更综合的视角，并强调未来研究的方向。
引言
脑膜瘤是最常见的原发性颅内肿瘤，约占所有病例的三分之一[1, 2]。脑膜瘤涵盖15种组织病理学亚型的广泛谱系，其中约20%被归类为世界卫生组织（World Health Organization, WHO）2级或以上[3]。近年来的技术进步深刻重塑了对其基因组景观的理解。除NF2突变的普遍性外，高通量测序已在非NF2脑膜瘤中识别出相互排斥的突变，包括TRAF7、KLF4、AKT1、SMO、PIK3CA和POLR2A[4,5,6,7]。侵袭性生物学行为进一步由TERT启动子突变和CDKN2A/B纯合缺失定义，这两者现已被纳入WHO分级系统[3, 8, 9]。此外，BAP1缺陷[10]、PTEN改变[11, 12]、H3K27三甲基化缺失[13, 14]、PRC2活性失调[13, 15]以及FOXM1上调[13, 16,17,18]均与侵袭性行为相关。与此同时，染色体尺度基因组扰乱日益被认为是肿瘤演变的核心，22q缺失、1p缺失、1q获得、10q缺失、14q缺失和18p/q缺失的重要性已被反复证明[12, 19,20,21,22,23,24,25,26]。
尽管这些进展显著细化了我们的理解，且若干严谨研究已提供了向因果生物学解释延伸的见解[16, 18, 19, 27,28,29,30,31,32,33,34,35]，但从这些观察性关联转向直接机制性或因果性推断仍是重大挑战。虽然TRAF7/KLF4共突变已通过MAPK信号激活在机制上与致瘤性相关联[36]，但上述部分非NF2突变可能是过客突变或修饰因子，而非驱动因子[37,38,39]。与此同时，实验性湿实验室研究已对特定分子和通路产生了重要的机制见解，但这些努力往往是碎片化的，针对相对局部的生物学问题。仅有有限数量的研究成功地将这些干湿方法整合到连贯的机制框架中[18, 40,41,42,43,44,45]。
此外，目前可用于脑膜瘤的已建立模型数量有限[46]。人肿瘤中观察到的分子改变多样性在这些模型中未得到充分再现[36]，近期多组学研究建立的分子分型仅在有限案例中进行了讨论[18, 42]，而对脑膜瘤演变至关重要的染色体尺度基因组扰乱也未得到忠实重现[47, 48]。
此外，目前脑膜瘤的治疗选择仍主要限于手术切除和放射治疗[49]。针对难治性病例的有效治疗选择仍然稀缺，一部分具有侵袭性行为的肿瘤呈现以局部浸润性破坏或转移性播散为特征的灾难性临床病程[50]，这凸显了通过严谨研究开发有效治疗方法的迫切需求。
在此背景下，对脑膜瘤生物学的整合性理解至关重要。实验研究已提供了重要的机制见解，但这些发现应在近期多组学分析建立的分子框架内进行解释。在本综述中，我们首先总结了已建立的脑膜瘤细胞系的特征及其生成方法，讨论了其局限性和缺陷，并强调了三维（3D）模型和类器官的新兴潜力。接下来，我们总结了从这些模型中涌现的机制见解和治疗可能性，将其置于近期大规模多组学研究定义的分子景观背景下。最后，我们介绍了来自其他疾病的、处理染色体尺度基因组不稳定性和复制应激的模型系统，并讨论了使用脑膜瘤细胞系模型的未来研究方向。
已建立的脑膜瘤细胞系
第一株永生化人癌细胞系于1951年在约翰霍普金斯医院建立[51]。该细胞系现广泛称为HeLa。在脑膜瘤研究领域，直到1989年KT21-MG1和1990年IOMM-Lee的建立，第一代可广泛获取的自发永生化恶性模型才得以问世（图1）。与许多侵袭性癌不同，脑膜瘤通常表现出缓慢生长和体外早期衰老的高倾向性，这阻碍了稳定细胞系的建立。
图1
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脑膜瘤体外研究的时间线。脑膜瘤体外模型的历史发展，突出经典细胞系、后期模型系统和代表性研究。早期模型有限且主要来源于恶性亚型，包括IOMM-Lee和CH-157MN等充分建立的细胞系。基因工程模型（如Ben-Men-1）的发展之后，三维培养系统和类器官模型迅速取得进展
1980年代–1990年代：脑膜瘤细胞系的黎明
脑膜瘤细胞系研究的这一早期阶段以仅建立少数模型为标志，这些模型大多来源于恶性亚型。重要的是，常规的支原体污染检测和排除交叉污染的短串联重复序列分析在当时尚未成为标准实践[52]。此外，永生化依赖于内源性TERT表达[53]，因为尚未引入基于遗传操作的策略。
KT21-MG1是我们在文献中能识别的最古老的细胞系[54]。该细胞系来源于一例累及大脑镰的恶性脑膜瘤，于1989年从日本报道。该细胞系被描述为携带特征性的22号染色体单体型。新鲜肿瘤组织被异种移植到裸鼠（KN-21）中，形成皮下肿瘤，然后进行传代培养。因此，该模型并非完全通过直接体外培养建立。
IOMM-Lee是最知名且使用最广泛的永生化脑膜瘤细胞系之一，于1990年从台湾报道[48]。该肿瘤为原发性骨内肿瘤，其名称IOMM源于其起源“骨内恶性脑膜瘤”（IntraOsseous Malignant Meningioma）。患者表现为进行性突出性颅骨肿瘤，接受了手术切除及术后照射，之后获得新鲜肿瘤碎片。该细胞系在含20%胎牛血清、抗生素和L-谷氨酰胺的RPMI-1640培养基中培养。核型分析显示22号染色体完整，同时存在涉及2、5、9、12、14、19和20号染色体的众多结构改变。观察到17号和Y染色体缺失，并鉴定出7号染色体等臂染色体。细胞缺乏EMA、细胞角蛋白和肌动蛋白的表达。后续研究进一步鉴定出CDKN2A/B纯合缺失和TERTp C228T突变，而NF2保持完整。已检测到BRAF V600E突变[55]，这在脑膜瘤中不常见。尽管其在体内具有恶性行为，但表观遗传学分类将该细胞系归入免疫富集亚型（immune-enriched subtype），该亚型通常为NF2改变且良性[18, 42]。因此，尽管该细胞系使用广泛，但它并未重现脑膜瘤中最常见的拷贝数改变（CNAs）或常见驱动突变。此外，其起源于骨内这一事实进一步使其与绝大多数脑膜瘤存在距离。
CH-157MN是另一个知名的永生化脑膜瘤细胞系。据报道于1977年在台湾建立，后来于1995年被描述，但未说明WHO分级[56]。细胞在DMEM和Ham's F-12培养基的混合物中培养，补充L-谷氨酰胺，且不常规使用抗生素。该报告通过Hoechst 33,258染色排除了支原体污染，这一评估在当时其他脑膜瘤细胞系研究中并未常规进行[57]。与IOMM-Lee相反，CH-157MN携带经典的NF2剪接位点突变（c.241-1G>T）和22号染色体单体型，以及其他染色体尺度数值异常，包括1q获得和18号染色体缺失。此外，该细胞系携带PTEN截短突变（p.L57Wfs*42）和TERT启动子C228T突变，这可能促成了其永生化[55]。然而，该肿瘤还携带NRAS Q61K错义突变，这在脑膜瘤中不寻常。同样，CH-157MN尽管具有恶性性质，但通过甲基化分析被归类为免疫富集亚型[18, 42]。值得注意的是，原始报告将CH-157MN描述为来源于一位41岁女性患者[56]，而后续出版物分别报道供者年龄为59岁[58]和55岁[59]。由于现有文献无法解决这一差异，确切的供者年龄仍不确定。因此，研究人员在使用该细胞系解释研究时应意识到这一不一致性。
2000年代：基因永生的良性模型
脑膜瘤细胞系研究的这一阶段，特别是在2000年代后期，其特征是通过遗传操作尝试将良性脑膜瘤亚型永生化。
在此期间发表了数项基于良性组织学短期原代培养的研究[60]，包括HBL-52[61]，该细胞系来源于WHO 1级过渡型脑膜瘤。然而，其传代历史及永生化方法均未明确描述。后续研究将TRAF7突变鉴定为该细胞系的特征性遗传改变[47]。
HKBMM是2004年从日本报道的细胞系[62]。该细胞系来源于一例累及额叶的恶性脑膜瘤。原始文章描述了21号染色体短臂获得，尽管该染色体是近端着丝粒染色体。细胞在含10%胎牛血清和抗生素的Ham's F-12培养基中培养，据报道增殖超过5年。后续表征揭示了该细胞系中的TP53 P177L突变[63]，尽管TP53改变在脑膜瘤中相对少见[64, 65]。
2000年代后期，hTERT与病毒癌基因联合用于永生化的情况日益增多。Ben-Men-1于2005年报道，是最知名的良性脑膜瘤细胞系，具有相对充分表征的遗传特征[66]。研究人员进行了hTERT的逆转录病毒转导，NF2移码突变（p.D213fs）与22号染色体单体型的共存使该细胞系成为研究良性脑膜瘤的有用模型。然而，该细胞系后来被发现携带CDKN2A/B纯合缺失，根据当前诊断标准这将使其归类为WHO 3级[67]。
已知SF3061、SF4068、SF4433、Me10T和MENII01通过hTERT与E6/E7的逆转录病毒转导实现永生化[68, 69]。其中hTERT维持端粒长度从而绕过复制性衰老，E6促进p53降解，E7抑制pRb，共同促进高效永生化。相比之下，已知Me3TSC使用SV40大T抗原进行永生化，该抗原同样通过功能性抑制p53和Rb来促进永生化。
尽管病毒转导使得良性脑膜瘤细胞系的高效永生化成为可能，但不可避免地引起了关于原生遗传背景扰动的问题。此类操作显著改变了细胞表型，并限制了旨在理解良性脑膜瘤内在生物学的研究的解释。此外，即使是最广泛使用的良性脑膜瘤细胞系Ben-Men-1，后来也被发现携带CDKN2A/B纯合缺失，这使其作为真正良性模型的适用性受到质疑[67]。因此，这一时代对良性脑膜瘤细胞系的研究凸显了建立生物学忠实永生化模型的固有困难。
2010年代：细胞系的多样化和培养条件的优化
无血清培养基的应用、良性脑膜瘤细胞的自发永生化以及携带NF2改变的恶性细胞系的建立标志着这一时代的特征。此外，Kalamarides团队建立了基因工程脑膜瘤小鼠模型[40, 70]，随后从这些模型中衍生出肿瘤细胞系，包括MGS1–3系列[70]。
令人惊讶的是，大多数脑膜瘤细胞培养研究仍依赖MEM、DMEM和RPMI 1640等基础培养基，这些培养基均可追溯到1950年代[71]。脑膜瘤细胞生长的许多基本需求仍未得到充分定义，促使人们努力确定持续培养所需的最低条件。这种视角的转变为3D培养系统的发展铺平了道路，并最终促进了2020年代类器官模型的使用。
Neurobasal培养基于2010年代后期开始被麻省总医院团队应用[72, 73]。他们使用添加B27、N2、肝素、L-谷氨酰胺、EGF、FGF2、PDGF-BB和抗生素的Neurobasal培养基。利用这种无血清系统，他们成功地从恶性脑膜瘤中建立了肿瘤球培养。MN3和MN8均由该团队报道，来源于NF2突变间变性脑膜瘤。
KCI-MENG1作为一种良性脑膜瘤细胞系而引人注目，该细胞系在无刻意遗传操作的情况下经历了超过70次传代[74]。它是在韦恩州立大学/卡马诺斯癌症研究所建立的，尽管NF2完整，但细胞表现出多种易位和高端粒酶活性。NCH93于2019年由海德堡大学报道，是另一个以NF2移码缺失为特征的著名细胞系[75]。与MGH团队[72, 73]相反，建立KCI-MENG1和NCH93的两个团队均使用常规DMEM培养条件，并开发了具有经典NF2改变的单层2D模型，独立于人工遗传永生化[74, 75]。
2020年代：3D和类器官模型的扩展
这一时代标志着3D培养系统和类器官平台发展的新范式。与此同时，随着多组学分析更为广泛地建立，它们日益被整合到体外模型的评估中[76,77,78,79]。
该时期早期，一种无支架3D球体模型证明，患者来源的脑膜瘤细胞在三维培养中能够保留亲本肿瘤的关键组织学、免疫组织化学和突变特征[80]。与匹配的二维培养相比，3D球体表现出增强的上皮-间质转化（epithelial-to-mesenchymal transition）和Notch信号相关程序。在另一项研究中，从新鲜患者来源的脑膜瘤细胞建立了无异源成分的水凝胶基3D模型[81]。全基因组DNA甲基化分析显示，该模型在很大程度上保留了亲本肿瘤的甲基化模式和基于甲基化的分类。
在此期间，多个团队成功开发了脑膜瘤类器官模型。2021年，通过机械和酶解离的肿瘤组织包埋在Matrigel中生成患者来源的脑膜瘤类器官，保留了体细胞突变、拷贝数改变、转录组特征和DNA甲基化模式[82, 83]。后来，未经酶解离建立的类器官显示出对基质和免疫成分（包括内皮细胞和巨噬细胞/小胶质细胞）更好的保留，同时维持了亲本基因组景观的大部分[84]。这些研究共同表明，脑膜瘤类器官不仅能保留肿瘤内在特征，还能保留部分天然微环境。
进一步的概念性进展出现在2026年，当时一种标准化的肿瘤类器官模型被应用于大规模药物筛选[85]。该方法并非依赖基于常规细胞外基质的类器官培养，而是使用来自新鲜脑膜瘤组织的单细胞悬液的受控再聚集来生成适用于高通量测试的均匀类器官。利用该系统，靶向HDAC1/2的帕比司他（Panobinostat）被鉴定为一种有前景的治疗药物，并提出了涉及HDAC8–TGF-β–EMT轴的潜在耐药机制。
与此同时，3D模型开始超越表型重现并走向功能发现。在一项空间多组学研究中，3D共培养模型与CRISPRi和谱系追踪相结合，以探索针对肿瘤内异质性的治疗策略，强调需要靶向多种生物学通路的系统性方法[45]。
最后，这十年还在长期培养系统方面取得了进展，例证是在低氧条件下无遗传操作自发永生化的良性脑膜瘤细胞系[86]。由此产生的TKB-MEN2细胞系的增殖超出了常氧条件下通常观察到的极限，提示低氧可能减弱衰老从而促进持续扩增。
脑膜瘤细胞系的分类：优势与局限
如上所述，过去四十年开发的脑膜瘤模型可根据其建立方法重新分为五组（图2）：(i) 自发永生化恶性细胞系（如IOMM-Lee和CH157-MN）；(ii) 基因永生化良性细胞系（如Ben-Men-1）；(iii) 在特定条件下自发永生化的长期培养物（如TKB-MEN2）；(iv) 无血清或成球模型；以及(v) 3D模型和类器官。
图2
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体外脑膜瘤模型的优势与局限。尽管自发永生化恶性细胞系和基因永生化良性细胞系被广泛使用，但它们具有固有局限性，包括非典型遗传特征和表观遗传不一致。长期自发永生化培养物可能在一定程度上保留亲本肿瘤特征，但其稳定性各异且在各实验室间使用仍有限。三维模型和类器官因其潜力和对亲本组织的保真度而日益受到关注，尽管它们仍然成本高昂且技术复杂。
自发永生化恶性细胞系被广泛使用、易于获取，并得到大量文献支持。然而，如上所述，这些细胞系通常具有非典型遗传背景，其表观遗传分类并不总是与其恶性表型一致。就IOMM-Lee而言，其原发性骨内起源进一步使其区别于绝大多数脑膜瘤。相比之下，Ben-Men-1重现了NF2改变与22号染色体单体型的经典组合，使其相对忠实于良性脑膜瘤的代表性遗传背景。然而，其CDKN2A/B纯合缺失在现行分类系统下将使其符合WHO 3级标准，且hTERT介导的永生化本身引入了额外的生物学扰动层。更广泛地说，其他病毒永生化细胞系也不可避免地携带人工遗传改变。因此，迄今为止最广泛使用的脑膜瘤细胞系均具有实质性局限。
较新的模型提供了重要进展。在低氧条件下建立TKB-MEN2是有前景的，而无血清或成球培养以及3D模型和类器官的发展扩大了具有生物学信息价值的系统的范围。这些较新的模型似乎更忠实地保留了多种分子特征，并已实现了诸如通路导向分析和大规模药物筛选等应用。目前可用的体外脑膜瘤模型及其分子特征的全面总结见表1。尽管在长期传代、标准化和跨实验室广泛共享方面仍存在问题，但这些新兴平台可能有助于阐明传统细胞系难以捕获的脑膜瘤生物学方面。
表1 已报道的体外脑膜瘤模型的特征和分子谱
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细胞系研究产生的见解
基于临床标本的计算机模拟研究不断积累，现在为理解脑膜瘤生物学提供了共享的分子框架。相比之下，以功能测定为核心的湿实验研究往往集中于相对特定的靶点，使得大量文献处于碎片化状态。此外，如前所述，经典细胞系模型不能完全重现患者肿瘤的生物学复杂性。尽管如此，它们已产生了重要的机制线索，但来自原代培养、类器官模型和患者水平多组学研究的支持程度不一。
考虑到这些因素，本节旨在综合主要来自细胞系研究的见解，并将其置于近期大规模多组学分析的背景下。
前提：突变景观和失调通路
脑膜瘤的遗传改变大致分为NF2突变型和非NF2组。NF2肿瘤抑制基因的缺失是最常见的改变，约见于60%的病例[4, 5, 87]。NF2基因编码默林蛋白（merlin），这是一种多功能支架蛋白，对包括Hippo、PI3K/Akt/mTOR、MAPK和Wnt/β-catenin信号在内的多条级联发挥抑制性控制。默林作为关键的调节制动器，其缺陷驱动肿瘤发生和肿瘤演变。
相比之下，非NF2脑膜瘤以一组多样化的突变为特征，常通过助记符TRAKLS（TRAF7、AKT1、KLF4和SMO）来指代，同时PIK3CA和POLR2A也有重要贡献[4,5,6,7]。AKT1和PIK3CA汇聚到PI3K/Akt/mTOR信号通路上，而SMO属于Hedgehog通路。
侵袭性脑膜瘤以独特的表观基因组景观以及高代谢和增殖特征为特征[18, 19, 33]。染色体尺度基因组破坏被认为与肿瘤演变密切相关，尽管每种大规模基因组重连事件的贡献仍未完全理解。尽管如此，已出现了几个关键分子现象，包括FOXM1的上调。
这些观察结果支持一个整合的脑膜瘤信号框架。在其核心，NF2突变型肿瘤中的默林丢失在功能上与多个主要级联相交，而非NF2改变更常汇聚于特定的信号节点。在侵袭性脑膜瘤中，FOXM1似乎是增殖重连的中心下游枢纽，Notch信号则作为另一个感兴趣的轴出现。因此，我们将主要来源于细胞系文献的既往功能研究组织为六个主要信号通路：（1）Hippo，（2）PI3K/Akt/mTOR，（3）MAPK，（4）Wnt/β-catenin，（5）FOXM1和（6）Notch（图3）。
图3
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脑膜瘤中的关键信号网络。示意性地展示了六个主要信号网络：Hippo、PI3K/Akt/mTOR、MAPK、Wnt/β-catenin、FOXM1和Notch。在每个面板中，经典通路组分与脑膜瘤体外研究中报道的上下文特异性分子相互作用相结合，突出了通路激活、串扰和失调的点。虚线箭头表示通路串扰和治疗诱导的代偿性信号，包括MEK抑制（曲美替尼）后的AKT激活。这些网络共同汇聚到与脑膜瘤生物学相关的核心生物学过程，包括细胞增殖、生存、分化、组织再生和稳态。
Hippo
Hippo信号是一个高度保守的信号网络，控制器官大小和组织再生[88]。该信号通路在细胞分裂过程中控制纺锤体定位和分裂平面的正确方向[89]。其活性受到多种上游线索的调节，包括细胞-细胞黏附、细胞-基质黏附和由肌动蛋白细胞骨架产生的收缩张力。
默林在MST1/2和LATS1/2上游发挥功能，以约束下游效应因子YAP和TAZ的活性。当从这一抑制性约束中释放后，YAP/TAZ转位至细胞核，并与包括TEAD和SMAD在内的转录调节因子协同，从而促进干性和祖细胞群体的扩增。尽管Hippo信号失调已在许多癌症中被描述，但其核心组分的直接突变并不常见[90]。脑膜瘤是少数例外之一，其中经典默林功能障碍直接扰动Hippo信号。
默林通过YAP介导的生长控制于2008年首次在脑膜瘤中得到证实[91]。研究表明默林介导接触依赖性生长抑制，其缺失导致YAP核积累、增强的锚定非依赖性生长和增加的S期进入；这些效应可被siRNA介导的YAP抑制逆转。
后续工作进一步表明，细胞密度和细胞外基质刚度影响默林表达和YAP核定位，与默林–YAP轴构成接触性增殖抑制的基础一致[92]。因此，在NF2完整的脑膜瘤中，肿瘤边缘表现出低默林表达和高核YAP，而肿瘤核心则呈现相反模式。
铅暴露同样与Hippo信号失调相关，伴随默林表达降低、YAP核定位增加和肿瘤增殖增强[93]。
PAK是与该轴相关的另一个组分，它促进细胞存活并抑制凋亡，且与默林相互调节[94]。默林抑制PAK活性，而PAK在Ser518磷酸化默林并削弱其功能。因此，默林缺失导致异常的PAK激活。在脑膜瘤细胞中，PAK抑制显示出抗肿瘤效应。
更下游的TEAD转录因子已成为NF2缺失脑膜瘤的潜在治疗靶点[95]。尽管YAP和TAZ常被一起讨论，尤其是在神经鞘瘤文献中，但它们可能发挥不同作用。ALDH1A1似乎受TAZ而非YAP调节。
然而，最近描述了一种矛盾的YAP活性模式[96]。良性NF2突变脑膜瘤符合经典Hippo模型，而侵袭性NF2突变肿瘤可能反而表现出降低的YAP活性。这一表面矛盾被归因于同时存在的基因组异常激活了多条信号通路，导致FAT3/4上调从而抑制YAP，以及VGLL4上调从而破坏YAP–TEAD相互作用。
除生长控制外，Hippo信号可能通过其在纺锤体定位和忠实细胞分裂中的作用与脑膜瘤的染色体尺度基因组进化相关，尽管这种联系尚未得到充分探索。
PI3K/Akt/mTOR
PI3K/Akt/mTOR通路是涉及广泛细胞功能的主要膜至细胞质信号轴[97]。该通路与多种生长因子受体和下游效应因子相互作用，包括4EBPs、p21、cyclin D1和S6K[98, 99]。在此网络中，mTOR作为两个不同复合物mTORC1和mTORC2的核心催化亚基[100]。mTORC1主要作为营养传感器驱动细胞生长和代谢，而mTORC2主要控制细胞存活、细胞骨架组织和Akt的最大激活。PTEN是PI3K/Akt/mTOR通路的负调节因子，而默林抑制mTORC1同时促进mTORC2活性。在脑膜瘤中，该通路可通过AKT1和PIK3CA等关键组分的突变直接激活[4,5,6]，或通过上游负调节因子（默林和PTEN）的改变间接激活[11, 19]。
研究表明，默林缺失可直接激活mTORC1，且独立于PI3K-Akt或MAPK信号[101]。其他上游输入也汇聚到该通路：HER2刺激促进PI3K/Akt/mTOR依赖性增殖和运动[102]；骨甘氨酸蛋白（osteoglycin）可能通过NF2下调和AKT/mTOR激活增强脑膜瘤进展[103]；hsa_circ_0004872通过miR-190a-3p/PTEN轴激活该通路[104]。在AKT1 E17K突变脑膜瘤中，通路激活与己糖激酶2上调和氧化应激降低相关[105]。
该信号网络进一步受反馈和通路串扰的影响。mTORC1依赖的从S6K1到Akt的负反馈可能限制治疗疗效[101]，而用曲美替尼抑制MAPK通路会诱导代偿性AKT激活，表明PI3K/Akt/mTOR和MAPK通路之间存在相互交互[55]。
相应地，已探索了多种治疗策略，包括抑制关键通路组分[55]、与生长抑素受体阻断联合[98]、针对AKT1 E17K突变肿瘤的AZD5363[106]、NF2-SWN相关脑膜瘤中的第三代mTOR抑制剂[99]，以及NF2缺陷脑膜瘤中布rigatinib联合mTOR抑制[107]。
总之，这些发现将PI3K/Akt/mTOR通路置于脑膜瘤生物学的中心，同时也表明其广泛的反馈和通路串扰可能需要对联合治疗策略而非单一药物。
MAPK
MAPK，也称为ERK信号，是细胞对有丝分裂原刺激反应的中心介质[108]。该激酶级联由质膜上的GTP结合Ras启动，其激活Raf，随后MEK和ERK依次磷酸化。MAPK（ERK）调节G1/S细胞周期进程并抑制凋亡。其失调促进肿瘤生长、侵袭和转移进展。
MAPK信号早在2000年代就作为相关通路出现在脑膜瘤中[109]。后续研究表明，其作用不应孤立看待，而应置于涉及与PI3K/Akt/mTOR和Notch通路广泛串扰的复杂信号架构中[110]。这一概念转变支持了多靶点激酶抑制作为脑膜瘤治疗策略的日益增长的兴趣[111, 112]。功能研究表明，Ras抑制显著降低了人脑膜瘤细胞中的MAPK和AKT磷酸化并抑制增殖，突出了这些通路的紧密耦合[113]。
默林被证明与Ras和RasGAP相互作用，这一调控联系与生长抑制相关[114]。在非NF2背景下，TRAF7缺失激活MAPK信号并诱导KLF4依赖性转录程序，该程序通常约束小GTP酶活性[36]。此外，共存的KLF4突变破坏了这一反馈约束并协同促进肿瘤发生。
值得注意的是，最近一项结合了前所未有的分辨率的空间转录组学的多组学研究优化了关于该级联的观点[45]。尽管MAPK和PI3K/Akt/mTOR信号在脑膜瘤生物学中仍然重要，但复发肿瘤似乎表现出向以PI3K/Akt/mTOR激活为主并相对抑制MAPK信号的转变。两条通路之间的关系可能在肿瘤复发和进展过程中被重新配置。
Wnt/β-catenin
Wnt/β-catenin信号参与细胞分化和成体组织再生[115]。在无Wnt刺激的情况下，β-catenin被组成性降解。当Wnt配体结合Frizzled时，共受体LRP5/6被招募，导致β-catenin稳定并转位至细胞核，然后形成转录复合物以调节靶基因表达。代表性的下游靶基因包括MYC、CCND1、AXIN2和CD44[115,116,117]。虽然该通路组分的直接突变在结直肠癌和肝细胞癌中已被充分认识，但脑膜瘤相关突变通常不直接作用于这些组分，而是间接激活通路[115]。
尽管Wnt/β-catenin信号与脑膜瘤的相关性比许多其他肿瘤类型出现得晚，一项早期探索性研究报告了几种天然化合物在抑制脑膜瘤细胞生长的同时降低Wnt/β-catenin相关组分的表达，为该通路的参与提供了初步支持[118]。后续研究更直接地处理了该通路。在NF2突变背景下，抑制CBP/β-catenin相关转录表明Wnt/β-catenin相关转录活性可能代表默林缺陷脑膜瘤的治疗弱点[119]。相比之下，在NF2完整肿瘤中，默林被提议以磷酸化依赖性方式调节Wnt/β-catenin信号，丝氨酸13去磷酸化增强Wnt/β-catenin活性，而磷酸化状态与良好的临床行为相关[43]。其他调节层面也被提出，包括与Meflin高状态相关[120]以及SNHG1/miR-556-5p/TCF12反馈环路[121]。
总体而言，当前证据支持Wnt/β-catenin信号在脑膜瘤中的作用，但其机制方向性和临床意义仍未完全明确。
FOXM1
FOXM1是一种促有丝分裂转录因子，是侵袭性脑膜瘤增殖程序的核心调节因子[16]。其靶基因网络，特别是细胞周期相关基因，在高分级肿瘤中富集，且FOXM1表达增加与不良临床结局相关。
使用脑膜瘤细胞系和原代培养的功能研究支持FOXM1在恶性表型中的直接作用。FOXM1的遗传或药理学抑制抑制增殖[16]，而随后的敲低和过表达实验进一步将FOXM1与增殖、侵袭、迁移、血管生成和细胞周期进程联系起来[17]。在机制上，这些效应部分与β-catenin信号相关，且默林缺失也被报道促进FOXM1稳定并增强Wnt/β-catenin活性[119]。
近期工作进一步将FOXM1置于更广泛的调节网络中。据报道，IGF2BP1可稳定高有丝分裂脑膜瘤中的FOXM1靶转录本[122]，而HDAC1和HDAC2的双重抑制可有效抑制FOXM1并降低高分级脑膜瘤细胞系的活力[123]。SLC7A1也被提议作为额外的上游调节因子[124]。
总之，这些研究支持一个模型，其中FOXM1作为中心转录枢纽，将增殖输出与多个上游致癌输入联系起来。
Notch
Notch信号是一种涉及细胞分化和组织稳态的邻分泌细胞间通讯通路[125]。膜结合的Notch配体与相邻细胞上的跨膜Notch受体相互作用。这导致受体的切割和Notch细胞内结构域（NICD）的释放。NICD随后转位至细胞核，激活靶基因的转录。
Notch信号参与脑膜瘤的首篇报道来自加州大学旧金山分校团队，发表于2005年[126]。他们展示了该通路在脑膜瘤中的失调，并证明抑制γ-分泌酶复合物可降低细胞存活。同一团队随后报道，通过过表达HES1和NICD激活Notch信号可诱导四倍体和染色体不稳定[127]。最近，该团队进一步强调了NOTCH3阳性血管周围干细胞样细胞在脑膜瘤生物学中的重要性[42]。用特异性抗体阻断NOTCH3的胞外区域可抑制肿瘤生长，而NICD过表达促进细胞增殖、血管生成和放射抗性。2025年，NOTCH3信号进一步被涉及侵袭性脑膜瘤中的代谢重编程和铁死亡[128]。
这些观察结果表明Notch失调与脑膜瘤染色体尺度基因组进化之间可能存在联系。特别是，Notch激活与四倍体和染色体不稳定的关联使得该通路在未来关于非整倍性和大规模核型重塑的研究中值得关注。
未来方向：来自其他癌症模型的经验
脑膜瘤以高度复发性CNA为特征，其进展似乎与染色体尺度基因组进化并行[26]。如上所述，Hippo信号调节细胞分裂过程中的正确纺锤体组装和分裂平面方向[89]，而Notch信号与四倍体化和染色体不稳定相关[127]。尽管Hippo和Notch信号在阐明脑膜瘤染色体尺度基因组进化的机制方面具有特别前景，但直接将这些调节通路与其动态基因组进化联系起来的研究仍然很少。
在癌症生物学中，自Boveri在二十世纪初的开创性观察以来，非整倍性长期以来被认为是癌症的标志[129]。此后，许多机制研究（其中许多以细胞系模型为核心）探讨了非整倍性如何产生并重塑肿瘤进化[130,131,132,133]。近年来，全基因组加倍（WGD）已成为核型进化的主要驱动因素[134]。基于p53/Rb缺陷、有丝分裂失败或端粒危机的实验系统使得直接模拟基因组加倍成为可能，并提供了关于端粒功能障碍如何促进癌症基因组进化的机制见解[135]。来自二倍体结直肠癌细胞系衍生的四倍体细胞的长期传代进一步说明了WGD如何推动基因组多样化[136]，而近期工作表明WGD还可在p53缺陷细胞中诱导3D染色质架构的大规模重连[137]。然而，此类实验范式很少应用于脑膜瘤，尽管人们日益认识到染色体尺度基因组进化是其进展的核心。
此外，定义脑膜瘤经典CNA模式的复发性染色体尺度扰动在机制层面仍知之甚少。除有丝分裂分离错误外，复制应激日益被认为是染色体畸变的主要来源，源于DNA双链断裂和转录-复制冲突[131, 138]。例如，Cyclin E诱导已被证明可在细胞模型中引发转录-复制冲突和DNA损伤[139]，而基于人细胞的质粒系统已阐明了S期R环的调节机制以及受扰动的复制如何导致广泛的基因组不稳定[140]。
这些DNA损伤应答机制也与治疗反应直接相关。放射治疗仍是脑膜瘤既定的非手术治疗方式，然而放射敏感性和耐药性的分子决定因素仍未完全理解。在恶性脑膜瘤模型中，照射诱导检查点激活和G2/M细胞周期阻滞，这可能促进DNA修复和随后的细胞恢复[141]。DNA损伤感知和修复的关键调节因子，包括ATM、ATR、PARP、RAD51和BRCA1/2，因此可能影响放射治疗反应[142, 143]。尽管脑膜瘤中的直接证据仍然有限，但PARP1表达[144]以及RAD51和DNA-PKcs活性的调节[145]已与肿瘤分级或实验性放射增敏相关。微小RNA可能提供额外的调节层面，因为不同的microRNA谱[146]和miR-221/222信号[147]已与脑膜瘤模型中的放射敏感性相关。需要进一步使用分子表征的细胞系、原代培养和类器官系统的研究来定义这些通路并识别合理的治疗策略。
总之，这些机制方法可能为理解脑膜瘤的染色体尺度基因组进化和治疗反应开辟新途径。
结论
脑膜瘤的生物学已通过组学研究得到显著阐明，而机制研究为特定通路和生物学过程提供了重要见解。这两种方法都是不可或缺的：组学分析在规模上定义关联，而功能研究需要建立直接因果关系。弥合这两种视角对于揭示脑膜瘤生物学中缺失的机制联系并将分子见解转化为有效的治疗策略至关重要。
