多组学分析揭示低温抑制MYB-RcPME2以缓解红树莓采后软化

《Postharvest Biology and Technology》：Multi-omics analysis reveal low-temperature inhibition of MYB-RcPME2 to alleviate postharvest softening of Rubus chingii

　　

•低温贮藏能有效延缓覆盆子品质劣变。
•低温处理抑制细胞壁降解。
•RcPME2是驱动覆盆子果胶降解和果实软化的核心基因。
•多个MYB转录因子直接激活RcPME2的表达。

1. 引言

掌叶覆盆子（Rubus chingii Hu），蔷薇科多年生落叶藤状灌木，是中国特有的兼具药用和食用价值的经济物种。其主要产区覆盖浙江、江西和安徽三省（Yu et al., 2019）。其干燥未成熟果实，即"覆盆子"，是首载于东汉《神农本草经》的经典中药（Sheng et al., 2020）。该药材已有逾1500年的药用和食用历史，具有补肝肾、益目、固精缩尿等功效（Shan et al., 2025; Xiong et al., 2024）。完全成熟的鲜红色鲜果富含必需氨基酸、维生素C、锌、锰等微量营养素，适合鲜食或加工为饮料和零食（He et al., 2023; Wu et al., 2024）。与红树莓（R. idaeus）和黑树莓（R. occidentalis）不同，掌叶覆盆子独特地兼具药用功效和鲜果商业价值。

近年来，掌叶覆盆子鲜果的市场认可度不断提高。成熟果实于五至六月采收，具有果皮薄、含水量高、可溶性糖丰富的特点（Chen et al., 2021）。这些物理和营养特征使得采后果实极易腐坏。在室温下，保鲜期不足24小时，导致严重的采后损失并制约了大规模产业化发展。

作为软浆果类果实，掌叶覆盆子果实在采收后因机械损伤、水分流失、软化、植物化学物质转变和氧化应激而迅速劣变（Chen et al., 2020; Shah et al., 2023）。离体果实会激活衰老相关的生理生化级联反应，伴随大量活性氧（ROS）和衰老相关激素的积累（Liu et al., 2025）。过量的ROS破坏能量代谢并加剧膜脂过氧化（Luo et al., 2021），激活多酚氧化酶（PPO）、过氧化物酶（POD）、脂氧合酶（LOX）、磷脂酶D（PLD）等氧化酶，导致酚类物质和花青素降解（J. Chen et al., 2025; Chen et al., 2026），造成果实褐变、风味减弱和挥发性物质损失。同时，衰老过程上调果胶降解酶，包括果胶酯酶（PME）、多聚半乳糖醛酸酶（PG）和果胶裂解酶（PL），破坏细胞壁结构并加速软化（Lv et al., 2020）。在这些酶中，PME在大多数肉质果实中作为果胶降解的限速酶，驱动果实软化。同时，其转录表达受包括MYB、WRKY和bZIP家族在内的多种转录因子（TFs）调控（Cai et al., 2021; Lagrèze et al., 2025; Xiang et al., 2024）。

MYB转录因子是果实成熟和细胞壁重塑的核心调控因子，对目标基因发挥激活或抑制作用（X. Chen et al., 2025）。MYBs结合果胶降解基因（如PME、PG、PL）启动子中的保守顺式元件，通过激素信号通路协调果胶代谢。多种果实物种中已验证了MYB–PME调控模块的功能。在草莓中，FvMYB79激活FvPME38，提高PME活性并加速软化；沉默该转录因子可延缓质地劣变（Cai et al., 2021）。同源激活型MYB（MaMYB69、MdMYB44）促进香蕉和苹果中的细胞壁降解（Liu et al., 2026b; Yang et al., 2025）。相反，桃的PpMYB14抑制细胞壁降解基因并增强木质素合成以维持果实硬度，充当软化抑制因子（Xu et al., 2026）。

覆盆子果实的保鲜技术有多种，包括低温贮藏、紫外辐照、可食性涂层、气调包装和植物生长调节剂处理（Gimeno et al., 2022; Giuggioli et al., 2017; Huynh et al., 2019; Li et al., 2018; Shi et al., 2022）。这些方法通过抑制代谢、抑制氧化酶和抵御病原菌感染来减缓衰老和腐烂。低温贮藏仍然是最具经济性和应用最广泛的工业策略。现有研究主要集中于栽培红树莓和黑树莓，而针对特有掌叶覆盆子采后衰老和靶向保鲜的系统性研究尚十分匮乏。

极短的保鲜期仍然制约着掌叶覆盆子鲜果的商业流通。冷藏是延长贮藏时间的主要解决方案，因此探索常温与低温贮藏条件下的生理和分子变化对开发有效保鲜策略至关重要。本研究整合了生理测定、代谢组学和转录组学，刻画贮藏期间动态代谢和转录变化。筛选并功能验证了关键软化相关基因及其上游MYB调控因子。本研究揭示了驱动掌叶覆盆子采后劣变的分子级联通路，为改进保鲜技术和鲜果产业的可持续发展提供理论支撑。

2. 材料与方法

2.1. 植物材料与处理

掌叶覆盆子（品种L26）果实采自中国浙江省台州市的商业化覆盆子种植基地。采收授粉后54天的果实，选取大小均匀、色泽一致的完全成熟红色果实，要求表面完整，无虫害、病害或机械损伤。果实成熟度依据果皮呈均匀鲜红色、果实充分膨大、易从花托上脱落的特征来判定。所有果实样品随机分配至两个贮藏组，分别在室温（25 °C）和低温（4 °C）条件下培养。在贮藏0、6、12、24、48和72小时时采集采后果实样品，用于后续生理和生化测定。部分鲜果样品立即液氮速冻并在?80 °C下保存，用于后续转录组学和代谢组学分析。

2.2. 生理和生化指标的测定

记录各贮藏时间点的果实表型变化，对两种温度处理均进行拍照记录。本研究系统测定了采后果实的多种生理品质特性。所有生理指标均基于单个果实进行独立统计，每个指标至少设三十个生物学重复。果实失重率基于单个果实的动态重量变化计算，以采后0小时的初始重量作为基准参考。果实硬度采用水果硬度测试仪（GY-4，HANDPI，中国）进行穿刺测定，所有结果以牛顿（N）为单位量化。可溶性总糖（TSS）含量使用手持折光仪（PAL-1，ATAGO，日本）检测，以百分比（%）表示。果实表面颜色参数，包括L*（亮度）、a*（红绿度）和b*（黄蓝度），使用手持色差仪（NR10QC，3NH，中国）测定。相对于初始果色的总色差（ΔE）按以下公式计算：ΔE = [(L* – L0)2 + (a* – a0)2 + (b* – b0)2]^(1/2)。

所有生化指标均使用南京奥青生物科技有限公司的商用检测试剂盒测定（纤维素试剂盒：DX3227；半纤维素试剂盒：DX3277；原果胶试剂盒：SP7087；水溶性果胶试剂盒：SP7079；纤维素酶试剂盒：DX3228；PME试剂盒：ANG-001325Z；PG试剂盒：SP7096；β-葡萄糖苷酶试剂盒：DX3233；T-AOC试剂盒：YH1246；SOD试剂盒：YH1202；POD试剂盒：YH1210；CAT试剂盒：YH1208；APX试剂盒：SD2138；GSH试剂盒：YH2068；总酚试剂盒：YH1256）。每个样品源自单个果实；每个处理设四个独立生物学重复，每个生物学重复进行三次技术重复。每单位APX活性定义为每分钟每克组织氧化1 nmol AsA所需的酶量。每单位POD活性定义为每分钟每克组织每毫升反应液中470 nm吸光度变化0.005所需的酶量。每单位SOD活性定义为在黄嘌呤氧化酶偶联反应体系中每克组织产生50%抑制所需的酶量。每单位CAT活性定义为37 °C条件下每分钟每毫克组织催化水解1 μmol过氧化氢所需的酶量。每单位T-AOC活性定义为每分钟每克样品产生1 μmol Fe2?-TPTZ的样品量。每单位CL活性定义为每分钟每克组织催化形成1 μg葡萄糖所需的酶量。每单位PME活性定义为每分钟每克鲜重样品释放1 μmol羧基所需的酶量。每单位PG活性定义为40 °C、pH 6.0条件下每小时每克样品将果胶酸降解产生1 mg半乳糖醛酸所需的酶量。每单位β-G活性定义为每分钟每克组织产生1 nmol对硝基酚所需的酶量。

2.3. 代谢组学分析

代谢物提取及基于UPLC-MS/MS的代谢组学谱图分析按照标准化预处理方案进行。每个生物池包含五个随机选择的果实组织；每个时间-温度组设三个独立混合重复。具体操作为：将100 ± 5 mg冷冻混合果实组织放入含6 mm研磨珠的2 mL离心管中，加入400 μL提取液（甲醇：水 = 4:1，v/v），并添加四种内标（包括0.02 g L?1 L-2-氯苯丙氨酸）。在50 Hz频率和?10 °C条件下冷冻研磨6分钟，随后在40 kHz频率和5 °C条件下低温超声提取30分钟。样品在?20 °C下静置30分钟后，在13,000 × g、4 °C条件下离心15分钟。将澄清上清液转移至样品瓶中，进行后续UPLC-MS/MS检测。

色谱分离使用BEH C18柱（100 mm × 2.1 mm，1.7 μm）进行。流动相由A相（含0.1%甲酸的2%乙腈水溶液）和B相（含0.1%甲酸的乙腈）组成。柱温维持在40 °C，流速恒定为0.40 mL/min。质谱检测以正负离子电喷雾离子化模式进行，扫描质量范围为m/z 70–1050。关键质谱参数设置如下：正离子电压3500 V，负离子电压?3000 V，鞘气压力50 psi，辅助气压力13 psi，离子源温度450 °C，循环碰撞能量20–40–60 V。通过等体积混合所有个体样品的上清液制备混合质控（QC）样品，以监测分析系统的稳定性和重复性。

通过将获取的质谱数据与专有植物代谢物数据库MJDBPM（Majorbio）进行匹配来完成代谢物注释。差异积累代谢物（DAMs）的筛选标准基于OPLS-DA模型中的变量重要性投影（VIP）> 1和Student's t检验的p < 0.05。利用京都基因与基因组百科全书（KEGG）数据库对DAMs进行功能富集和通路分析，以表征采后果实衰老过程中改变的代谢通路。

2.4. 转录组学与RT-qPCR分析

从采后果实样品中分离总RNA。每个生物池包含五个随机选择的果实组织；每个时间-温度组设三个独立混合重复。使用多酚多糖植物总RNA提取试剂盒（TGuide S96，TIANGEN，中国）提取RNA。使用NanoDrop 2000分光光度计定量RNA浓度和纯度，并通过琼脂糖凝胶电泳评估RNA完整性，以确保合格的文库构建样品。转录组测序在DNBSEQ-T7平台上完成以获取原始测序数据。通过修剪接头序列、去除低质量碱基（Q ≤ 20）以及去除含有超过10%模糊N碱基的reads，对原始reads进行预处理以获得高质量清洁reads。所得清洁reads通过HiSat2软件（Kim et al., 2015）比对至掌叶覆盆子（品种L26）高质量染色体水平参考基因组（NGDC登录号：GWHHHZN00000000.1），该基因组scaffold N50为29.84 Mb，BUSCO完整度为98.6%，LAI值为26.58，QV为67.83。

随后，使用RSEM v1.3.3（Li and Dewey, 2011）计算并归一化基因表达水平为FPKM（每千碱基转录本每百万比对片段的片段数）。差异基因表达分析使用DESeq2包（Love et al., 2014）实施。假发现率（FDR）< 0.05且|log2倍数变化（log2FC）| ≥ 1的基因定义为显著差异表达基因（DEGs）。最终基于基因本体（GO）和KEGG数据库对鉴定的DEGs进行功能注释和富集分析，以探索涉及果实采后调控的关键生物过程和代谢通路。

RT-qPCR检测中，每个生物学重复由五个随机选择的果实组织混合而成，每组设三个独立混合生物学重复，每个生物学样品进行三次技术重复。

总RNA使用EASYspin Plus试剂盒（RN53，北京艾迪博）提取，随后通过一步法逆转录试剂盒（G592，杭州ABM）合成cDNA。RT-qPCR在CFX96系统（Bio-Rad，美国加州赫拉克勒斯）上进行，使用SYBR荧光定量PCR试剂盒（G891，杭州ABM），选择RcActin作为内参基因进行标准化。0 h的转录本丰度定义为1，通过2^-ΔΔCT算法量化基因相对表达值。所有引物对均使用Primer 5软件设计，完整的引物序列列于表S2。2.5 加权基因共表达网络分析（WGCNA）使用PlantTFDB v5.0数据库鉴定R. chingii基因组编码的转录因子（TFs）。为探索果实采后贮藏期间TFs的调控网络，进行WGCNA分析，关键参数如下：软阈值幂为9，最小模块大小为30个基因，合并截断高度为0.25。构建的TF共表达网络最终使用Cytoscape v3.10.4软件进行可视化（Shannon等，2003）。2.6 顺式作用元件鉴定及ABA处理使用TBtools v2.483软件从基因编码序列上游2000 bp区域提取启动子序列（Chen等，2023）。获得的启动子序列中的推测顺式调控元件通过PlantCARE数据库进一步预测和注释。成熟果实用100 μM ABA处理，分别在处理后0、1、3、6、9和12 h采集样本。使用上述相同方法从果实中提取总RNA，逆转录为cDNA，然后进行RT-qPCR分析。2.7 双荧光素酶报告基因实验扩增RcPME2起始密码子（ATG）上游2000 bp启动子序列并克隆至pGreenII0800-LUC报告基因载体。RcMYB1、RcMYB4、RcMYB58、RcMYB61、RcMYB63、RcMYB73a、RcMYB73b和RcDIV2的编码序列分别克隆至pGreenII62-SK效应因子载体。空pGreenII62-SK载体与重组LUC-RcPME2pro载体的组合作为阴性对照。所有构建的重组质粒通过农杆菌（根癌农杆菌AGL1菌株）瞬时转化至烟草叶片。暗培养1天后继续正常光照培养2天，使用2 mm直径打孔器收集注射部位周围的叶片组织。使用双荧光素酶报告基因检测试剂盒（MH107，北京酷来博）测定双荧光素酶活性。每片浸染烟草叶片为一个生物学重复，准备三个独立浸染批次，每份叶片样本进行三次技术重复测量。使用海肾荧光素酶（RLUC）活性进行内部标准化以计算FLUC/RLUC比值。共注射空LUC-RcPME2pro载体悬液的叶片样本作为背景对照，通过比较归一化FLUC/RLUC值来评估转录调控能力。对于发光成像，烟草叶片用1 mM D-荧光素钾盐浸染，通过制冷CCD成像系统（AniView6000，上海碧云天）检测和采集化学发光信号。该实验中所有载体构建所用的引物序列提供于表S1。2.8 酵母单杂交（Y1H）实验将全长RcPME2启动子截断为三个片段，分别克隆至pHIS2报告基因载体。八个候选TF（RcMY1、RcMYB4、RcMYB58、RcMYB61、RcMYB63、RcMYB73a、RcMYB73b、RcDIV2）的编码序列克隆至pGADT7激活载体。每个携带截断启动子片段的重组pHIS2质粒分别与每个含TF的pGADT7质粒共转化至Y187感受态酵母细胞。在进行蛋白-DNA相互作用筛选之前，对每个pHIS2-RcPME2p重组构建体进行了背景自激活测试。每个截断启动子片段与空pGADT7配对，在添加3-氨基-1,2,4-三氮唑（3AT）浓度梯度的SD-TLH培养基中培养。记录完全抑制各片段酵母菌落生长的最低3AT浓度，并采用该浓度作为阈值浓度以消除内源自激活背景。pHIS2-p53 + pGADT53m组合作为阳性对照，每个pHIS2-RcPME2p构建体与空pGADT7共转化作为对应启动子片段的阴性对照。观察酵母在添加预设阈值3AT浓度的SD-TLH培养基上的生长情况，以确认TF与启动子片段之间的物理相互作用。构建Y1H重组质粒所用所有引物列于表S1。2.9 统计分析所有统计分析使用IBM SPSS Statistics 27软件进行。采用单因素方差分析结合Duncan法进行多组比较，采用Student's t检验进行两组比较。所有实验数据以至少三个生物学重复的均值 ± 标准误表示。3. 结果3.1 R. chingii贮藏期间的生理变化贮藏过程中果实外观发生显著变化。在室温（RT）下，果实仅能保持完整12 h。至24 h时，果实表面出现水渍状渗出物，48 h时腐烂和霉变迹象明显。与之相比，经72 h低温（LT）贮藏后，果实外观更新鲜、更好（图1A）。在室温贮藏期间，果实重量持续下降并逐渐软化，48 h后重量损失显著达27%。相比之下，低温贮藏将该值明显降低至19%，且额外24 h后未见显著变化（图1B）。可溶性固形物总含量在室温贮藏最初24 h内逐渐增加，随后急剧下降。这一趋势可能归因于果实腐烂造成的损失，此后在低温条件下含量保持相对稳定（图1D）。颜色强度是评估采后变化的重要指标：在室温和低温条件下，L值均持续增加，两组之间保持接近（图1F）。同时，a值和b值也呈逐步上升趋势。a值在室温48 h时达到峰值，为低温组的1.05倍（图1G）。b值则呈相反趋势，表明与低温贮藏时明显的黄化相比，果实表面随贮藏时间逐渐变红（图1H）。ΔE值仅在6 h时室温和低温之间存在轻微差异，此后未观察到统计学显著差异，表明R. chingii成熟过程中颜色变化较小（图1I）。此外，低温贮藏在保持果实硬度方面极为有效，48 h时硬度为室温贮藏组的2.37倍，并在48至72 h低温贮藏期间表现稳定，未出现显著软化（图1C）。随贮藏时间延长，总酚含量先升后降。低温贮藏24 h和48 h后的水平明显高于室温，分别达对应值的1.67倍和1.92倍。这表明低温可能激活苯丙氨酸氨解酶（PAL）活性并促进总酚合成，而室温则加速呼吸作用并缩短酚类积累期（图1E）。总之，低温贮藏显著减缓了R. chingii采后软化进程，减少了失重，增强了总酚积累，并延长了其商品货架期。下载：下载高清图片（659KB） 下载：下载全尺寸图片 图1. R. chingii果实室温及低温贮藏期间的生理变化。(A) 贮藏期间果实外观。标尺 = 1 cm。(B) 贮藏期间果实失重情况。(C) 贮藏期间果实硬度变化。(D) 贮藏期间可溶性固形物含量变化。(E) 贮藏期间总酚含量变化。(F-I) 贮藏期间果实颜色变化。不同小写字母和大写字母表示相同贮藏条件下时间点之间的显著差异（p < 0.05）；星号表示相同时间点不同贮藏温度之间的显著差异（无显著差异："ns"；*，p < 0.05；**，p < 0.01；***，p < 0.001）。误差线表示三十个独立生物学重复的标准误（SE）。3.2 R. chingii贮藏期间抗氧化系统的变化采后果实抗氧化系统是维持贮藏品质、延缓衰老和防止腐败的基本生理机制。其本质在于活性氧（ROS）生成与消除之间的动态平衡（Wei等，2025a）。该脆弱平衡的打破会诱发膜损伤和代谢紊乱，导致以褐变、软化和腐烂为特征的渐进性品质下降。相反，当该系统被激活时，ROS可通过酶促和非酶促途径迅速清除，从而显著延长贮藏期。我们通过对T-AOC、CAT、APX、POD和SOD活性及GSH含量的测定，研究了R. chingii贮藏期间的抗氧化系统。结果显示，所有酶活性均表现出先升后降的一致趋势，但对ROS的敏感性差异明显。T-AOC活性在RT_12h和LT_24h达到峰值，分别较CK（0 h）增加1.53倍和1.26倍。值得注意的是，经24 h贮藏后，LT的T-AOC明显高于RT（图2A）。此外，非酶促抗氧化物GSH对ROS更敏感，在RT_6h和LT_12h时达到峰值后急剧下降（图2B）。在酶促抗氧化系统中，SOD作为第一道防线，先将O2-转化为H2O2，随后由CAT、APX和POD分解以缓解ROS积累。室温贮藏时，R. chingii果实SOD活性在12 h后达到峰值。相比之下，低温贮藏下最大活性在24 h后才达到，为室温峰值的1.81倍。此后虽然显著下降，但与室温条件相比仍明显偏高（图2E）。对POD、CAT和APX活性的进一步分析揭示了其对ROS的敏感性差异。APX活性在RT_12h时达到最大值，而低温下直到24 h才达到峰值。在整个贮藏期间，LT的APX活性始终较高，一度为RT的2.12倍（图2C）。POD活性变化趋势与APX和SOD相似，分别在RT_12h和LT_24h达到峰值。至48 h时，分别较CK下降64%和17%（图2D）。CAT活性变化相对平缓，仅在RT_48h和LT_48h后才出现统计学显著差异，LT活性为RT的1.92倍（图2F）。总之，低温贮藏延缓了ROS的生成并通过酶促和非酶促途径增强了其清除。相反，室温下酶活性的急剧下降可能源于腐败导致的抗氧化系统崩溃。下载：下载高清图片（429KB） 下载：下载全尺寸图片 图2. R. chingii果实室温及低温贮藏期间抗氧化系统的变化。(A) 展示贮藏期间T-AOC活性。(B) 展示非酶促抗氧化系统（即GSH含量）变化。(C–F) 展示酶促抗氧化系统（包括APX、POD、SOD和CAT活性）动态变化。图中不同小写字母和大写字母表示相同贮藏条件下时间点之间的显著差异（p < 0.05）。星号表示相同时间点不同贮藏温度之间的显著差异（"ns"无显著差异；*，p < 0.05；**，p < 0.01；***，p < 0.001）。误差线表示四个独立生物学重复的标准误（SE）。T-AOC：总抗氧化能力，GSH：还原型谷胱甘肽，APX：抗坏血酸过氧化物酶，POD：过氧化物酶，SOD：超氧化物歧化酶，CAT：过氧化氢酶。3.3 R. chingii贮藏期间细胞壁成分的动态变化为深入探究R. chingii采后细胞壁的动态变化，对纤维素、半纤维素、果胶和水溶性果胶（WSP）等关键结构成分及其相关降解酶活性进行了综合分析（图3）。结果显示，随贮藏时间延长，纤维素、半纤维素和果胶含量逐步下降，后期加速明显（图3A-C）。相反，WSP含量呈相反趋势，稳步上升（图3D）。低温贮藏明显抑制了纤维素、半纤维素和果胶的消耗以及WSP的积累。值得注意的是，经48 h贮藏后，室温条件下纤维素、半纤维素和果胶水平较0 h初始值分别下降74%、78%和70%；同时WSP含量升至初始值的2.44倍。相比之下，低温贮藏下这些成分仅分别下降51%、59%和45%，WSP含量保持在初始值的1.82倍（图3A-D）。

即使在额外进行24小时低温（LT）贮藏后，也未观察到明显的进一步变化。下载：下载高分辨率图片（496KB） 下载：下载原尺寸图片

图3. 在常温及低温贮藏期间，R. chingii细胞壁组分的变化，包括纤维素（A）、半纤维素（B）、原果胶（C）和WSP（D）的含量。同时，还监测了不同贮藏温度下关键细胞壁降解酶——纤维素酶（E）、PME（F）、β-G（G）和PG（H）——活性的变化。在图中，不同的小写字母和大写字母表示相同贮藏条件下不同时间点之间的显著差异（p < 0.05），而星号表示相同时间点下不同贮藏温度之间的显著差异（"ns"表示无显著差异；*表示p < 0.05；**表示p < 0.01；***表示p < 0.001）。误差棒表示四个独立生物学重复的标准误（SE）。所有数据以生物学重复的均值±标准误表示。

PME和PG，以及纤维素酶（CL）和β-葡萄糖苷酶（β-G），构成了负责采后果实细胞壁中果胶和纤维素降解的核心酶系统。前一对酶按顺序运作以拆解果胶，而后两种酶协同作用将纤维素转化为葡萄糖。这两条途径均对果实的软化、成熟以及采后腐败的进程具有重要调控作用。酶活性分析显示，PME和CL呈现一致的变化趋势：两者均先升高后下降。相比之下，PG和β-G表现出相似的上升趋势，随贮藏时间延长而逐步增加，并在后期阶段急剧升高。低温处理显著抑制了这些酶的活性。具体而言，CL和PME活性均在RT_24 h时达到峰值，相较于低温贮藏，分别增加了1.99倍和2.36倍。然而，这一骤升是短暂的；在短短24小时内，活性分别下降了24%和21%（图3E和3F）。这一急剧下降源于其对应辅酶PG和β-G的强烈活化，它们的活性均超过了峰值阈值（图3G和3H）。此外，PG和β-G的活性变化趋势在两种贮藏条件下均十分相似，均呈持续上升趋势。但在RT_48 h之后，其峰值活性分别骤升至82.59 ± 6.94 U和407.10 ± 27.71 U，相较于低温测量的结果，分别增加了2.15倍和2.38倍。这些结果表明，低温贮藏对采后细胞壁组分及其相关降解酶具有不同的影响效应，而延缓细胞壁降解有助于保持R. chingii的品质并延长其货架期。

3.4 R. chingii的采后代谢组学分析

为了系统地将代谢变化与采后软化表型联系起来，对常温（RT，25°C）和低温（LT，4°C）条件下在0、6、12、24和48 h收获的R. chingii果实进行了非靶向UPLC-MS/MS代谢组学分析。共注释了1109种代谢物，其中主要包括脂质（132种）、黄酮类化合物（116种）、碳水化合物（103种）和萜类化合物（86种）（图4A）。PCA分析结果表明，低温样品与新鲜0 h对照样品紧密聚集，而常温样品从6 h开始即迅速与CK分离，表明低温在很大程度上抑制了与果实衰老相关的全局代谢重编程（图4B）。配对差异代谢物筛选显示，常温贮藏下表现出更显著的代谢重塑。RT6/12/24/48与CK相比分别产生了277、281、367和351个DAMs，而低温组仅产生239–266个DAMs，其中大多数是积累量升高的黄酮类和苯丙烷类抗氧化物（图4C、D）。在48 h时，常温与低温之间的代谢差距达到最大值：常温果实中有156种代谢物下降，146种代谢物积累，主要包括脂质、萜类和黄酮类化合物（图4F）。K-means聚类将所有DAMs分为不同的时间模式，证实常温持续激活与衰老相关的代谢通路，而这些通路在低温处理下被有效抑制（图4E）。KEGG富集分析进一步将代谢物动态变化与果实质感和抗氧化表型联系起来。苯丙烷类生物合成在所有时间点均显著富集；低温维持了较高水平的酚类代谢物以增强ROS清除能力，这与上述测得的总酚含量升高相一致（图4G、H；图S1）。其他核心富集通路包括淀粉-蔗糖代谢、糖脂α-亚麻酸周转和氨基酸生物合成（图S2）。常温下加速的碳水化合物分解代谢为衰老提供了过多的呼吸底物，而脂质过氧化代谢物迅速积累并破坏细胞膜结构，共同驱动果胶降解和果实软化。综合而言，代谢组学证据直接解释了低温为何能够通过抑制分解代谢和保留抗氧化代谢物来维持果实硬度。

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图4. 常温及低温贮藏期间R. chingii果实的代谢组学分析。（A）代谢物的综合分类。（B）区分样品差异的主成分分析。（C）各组间模式的比较可视化。（D）各比较组中差异积累代谢物的定量图谱。（E）所有DAMs的K-means聚类分析。（F）堆叠柱状图展示各比较中差异代谢物在各分类中的比例积累情况。（G–H）分别为RT_48与RT_0以及LT_48与LT_0之间DAMs的KEGG富集分析。

3.5 采后R. chingii的转录组分析

对0–48 h期间常温及低温果实的转录组测序进行了分析，以解读软化背后的转录网络，并将所有表达变化与上述观察到的生理和代谢组学表型进行关联。PCA分析显示，LT6与初始CK样品之间的转录差异可忽略不计，而常温果实早在采后6 h即表现出明显的转录重塑（图5A）。在18次配对比较中，DEGs数量从1450个（RT12 vs RT6）到7746个（RT48 vs CK）不等。常温贮藏引发DEGs的持续激增，与防御和细胞壁完整性相关的下调转录本远多于上调者，而在低温条件下这种情况得到了极大缓解（图5B）。RT48与CK之间DEGs的KEGG富集分析突出了淀粉-蔗糖周转、α-亚麻酸和异黄酮通路，与代谢组学中的DAM富集模式完全吻合（图5C）。与RT48相比在LT48中被抑制的DEGs在糖酵解、TCA循环、脂质氧化和果胶分解代谢通路中富集，表明低温阻断了能量消耗和细胞壁分解程序的转录激活，从而延缓果实衰老（图5G）。K-means聚类将所有DEGs分为五个时间聚类。聚类2包含4204个在常温贮藏期间持续上调但在低温处理下几乎保持静态的基因（图5D）。功能富集显示，该聚类在能量分解代谢、膜脂质降解、ROS响应和细胞壁解体中富集（图5E、F），直接解释了常温下快速软化表型。转录-代谢一致的趋势证实，常温同步激活了分解代谢基因表达和相应代谢物产生，从而加速组织劣化。通过RT-qPCR验证了14个关键衰老/软化相关DEGs的表达谱，与RNA-seq数据高度一致，支持了转录组数据集的可靠性（图S3）。关键的是，众多果胶降解基因（以RcPME2为代表）归入聚类2，其在常温下的转录上调被低温强烈抑制。这一转录特征为后续通过WGCNA筛选MYB转录因子调控因子以控制果实软化奠定了直接的分子基础。

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图5. 呈现了在常温及低温贮藏下R. chingii的转录组图谱。（A）主成分分析区分队样之间的差异。（B）柱状图定量了各比较中鉴定出的差异表达基因数量。（C）KEGG通路富集突出了RT_48h与CK之间显著基因表达变化相关的生物学过程。（D）K-means聚类分析揭示了所有样品中DEGs的模式。（E–F）KEGG和GO通路富集分析深入探讨了聚类2中DEGs的功能主题。（G）KEGG通路富集进一步阐明了LT_48h与RT_48h之间的关键代谢转变。

3.6 构建碳水化合物分解代谢的调控途径

由糖酵解和TCA循环介导的能量代谢驱动了R. chingii的采后呼吸消耗并加速果实衰老。控制淀粉和蔗糖降解的基因（SUS、GPI、EGase、β-G）在常温下急剧上调，产生大量D-葡萄糖底物以驱动糖酵解，而低温强烈抑制了它们的转录。相比之下，CesA的表达随贮藏时间延长而下降；常温诱导其相对于新鲜果实降低了94%，而低温仅导致79%的下降，从而保留了纤维素生物合成并减缓了细胞壁分解（图6A）。检测到17个糖酵解相关DEGs，其中12个在常温下持续激活，包括PGLS、PGD、tktA、PFK、ALDO和PK，而低温显著抑制了它们的表达（图6B）。TCA循环基因也表现出类似的表达趋势：在识别出的19个DEGs中，有12个（例如PDHA、CS、OGDH）在整个常温贮藏期间维持高转录本丰度（图6C）。产生膜多不饱和脂肪酸的α-亚麻酸通路也表现出温度依赖性的转录变化。常温持续上调茉莉酸生物合成基因（AOC、OPR、ACX、MFP2）并增加甲基茉莉酸积累，而低温抑制了它们的表达和代谢物产生。同时，低温诱导了LOX2S的中等表达，以保存9(S)-HOTrE和二十四碳五烯酸等多不饱和脂肪酸，维持膜完整性（图6D）。

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图6. 本分析阐明了常温与低温贮藏对采后R. chingii中与能量代谢和α-亚麻酸生物合成相关的DEGs和DAMs的不同影响。（A）展示了蔗糖-淀粉通路中基因的调控影响。（B）绘制了糖酵解通路中基因的效应图表。（C）展示了TCA循环相关基因表达的变化。（D）突出了α-亚麻酸生物合成通路中的变化。在常温贮藏期间下调但在低温条件下上调的基因和代谢物以绿色标注，而表现出相反趋势的以红色标注。SUS：蔗糖合酶，GPI：葡萄糖-6-磷酸异构酶，EGase：内切葡聚糖酶，β-G：β-葡聚糖酶，CesA：纤维素合酶，PGLS：6-磷酸葡萄糖酸内酯酶，PGD：6-磷酸葡萄糖酸脱氢酶，TALDO1：转醛醇酶，tktA：转酮醇酶，PFP：二磷酸依赖型磷酸果糖激酶，PFK：6-磷酸果糖激酶1，ALDO：磷酸丙糖异构酶I类，PGK：磷酸甘油酸激酶，PGAM：2,3-双磷酸甘油酸依赖性磷酸甘油酸变位酶，ENO：烯醇化酶，MNPP1：多肌醇多磷酸磷酸酶，PK：丙酮酸激酶，PDHA：丙酮酸脱氢酶E1组分α亚基，CS：柠檬酸合酶，FH：延胡索酸水合酶II类，OGDH：2-氧代戊二酸脱氢酶E1组分，DLST：二氢硫辛酰琥珀酸转硫酶，IDH：异柠檬酸脱氢酶，MDH：苹果酸脱氢酶，SDH：琥珀酸脱氢酶铁硫亚基，AOC：乙烯氧化酶环氧化酶，OPR：12-氧植二烯酸还原酶，ACX：酰基-CoA氧化酶，MFP2：烯酰-CoA水合酶，LOX2S：脂氧合酶。

3.7 建立苯丙烷生物合成与细胞壁降解的调控途径

角质蜡层保护果实免受水分散失和氧化损伤。编码蜡合酶的基因FAR、KCS和LACS在常温下被抑制，而低温解除了这种抑制以促进蜡质沉积（图7A）。膜脂质分解代谢基因DGK、LOX和PLD在常温下高度诱导，但在低温下被抑制（图7B）；这种温度依赖性的转录模式与先前关于低温贮藏秋葵的研究一致（Qiao等，2024）。平衡的氧化还原状态延缓果实衰老。抗氧化基因SOD、APX和GPX在常温贮藏期间逐渐下降，但在低温下仍保持高表达；低温条件下LT_24h时的关键SOD基因达到常温对照的27.22倍。相比之下，与衰老相关的CAT、NADH和PPO在常温下上调，并在低温下被抑制。仅有两种GST转录本表现出与SOD/APX类似的保护性表达模式。综合而言，低温增强了抗氧化系统，以缓解ROS爆发和组织褐变（图7C）。

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图7. 本研究深入探讨了常温与低温贮藏对采后掌状悬钩子（palmate raspberries）中DEGs和DAMs的影响，重点关注细胞壁降解、抗氧化防御系统、激素合成和苯丙烷生物合成等关键过程。（A）采后蜡质合成相关基因的影响。（B）采后膜脂质降解相关基因的影响。（C）采后抗氧化防御系统相关基因的变化。（D）苯丙烷类和木质素生物合成通路的影响。（E）果胶降解通路相关基因的调控。（F）脱落酸和乙烯生物合成通路相关基因的变化。在常温贮藏期间下调但在低温贮藏中上调的基因和代谢物以绿色高亮显示；表现出相反趋势的以红色显示。在图中，不同的小写字母和大写字母表示相同贮藏条件下不同时间点之间的显著差异（p < 0.05）。误差棒表示四个独立生物学重复的标准误（SE）。

# 完整翻译

**LACS：** 长链酰基辅酶A合成酶，**FAR：** 脂肪酸辅酶A还原酶，**KCS：** 3-酮酰基辅酶A合酶，**DGK：** 二酰甘油激酶，**LOX：** 9S-亚油酸脂氧合酶，**PLD：** 磷脂酶D，**GST：** 谷胱甘肽S-转移酶，**SOD：** 超氧化物歧化酶，**APX：** L-抗坏血酸过氧化物酶，**CAT：** 过氧化氢酶同工酶，**NADH：** 半脱氢抗坏血酸还原酶，**GPX：** 谷胱甘肽过氧化物酶，**PPO：** 多酚氧化酶，**PAL：** 苯丙氨酸解氨酶，**4CL：** 4-香豆酸辅酶A连接酶，**CHS：** 查尔酮合成酶，**CHI：** 查尔酮异构酶，**F3H：** 柚皮素3-双加氧酶，**CAD：** 肉桂醇脱氢酶，**COMT：** 乙酰丝氨酸胺基-O-甲基转移酶，**F5H：** 阿魏酸-5-羟化酶，**POD：** 过氧化物酶，**ABA：** 脱落酸，**MAT：** S-腺苷甲硫氨酸合成酶，**ACS：** 1-氨基环丙烷-1-羧酸合酶，**ACO：** 环丙烷甲酸氧化酶，**CtrZ：** β-胡萝卜素3-羟化酶，**NCED：** 9-顺式环氧类胡萝卜素双加氧酶，**PL：** 果胶解聚酶。

## 苯丙烷与木质素代谢维持细胞壁刚性

核心类黄酮生物合成基因（PAL、4CL、CHS、CHI、F3H）在RT（室温）贮藏期间表达量下降，但在LT（低温）条件下被激活，促进了鹰嘴豆素和圣草内酯等抗氧化类黄酮的积累。在16个与木质素相关的基因中，有13个（CAD、COMT、F5H、POD）在RT条件下被显著下调。例如，与新鲜果实相比，RT_24h时COMT、CAD和POD分别下降了78%、96%和94%，而LT则使它们的表达量分别升高了2.05倍、6.84倍和45.91倍，增强了细胞壁稳定性（图7D）。激素转录组分析表明，R. chingii属于非跃变型果实：乙烯生物合成基因（MAT、ACS、ACO）在整个贮藏期间始终维持低表达水平。相反，ABA通路基因，尤其是限速酶NCED，在RT条件下被强烈诱导（最高达到对照CK的783.21倍），而在LT条件下则受到显著抑制（图7F）。

## 果胶降解是果实软化的核心驱动因素

RT贮藏急剧激活了果胶解聚基因PME和PG，其中RcPME2在RT_24h时达到初始水平的2022.45倍，而PL（果胶解聚酶）的变化微乎其微。LT则强力抑制了RcPME2及其他果胶降解相关转录本的表达，延缓了果胶的降解过程，从而维持果实硬度（图7E）。

## 3.8. 加权基因共表达网络构建

为进一步阐明控制R. chingii采后贮藏期间RcPME基因表达的转录调控机制，本研究利用加权基因共表达网络分析（WGCNA）构建了转录因子共表达网络。基于分层基因聚类树状图，共识别出六个不同的基因共表达模块，每个模块包含11至170个转录因子，且同一模块内的转录因子之间表现出强烈的相互依赖性（图8A）。黄色模块内转录因子之间的相关性随着贮藏时间的延长而逐步增强，且与LT处理呈显著负相关。与此形成鲜明对比的是，蓝色模块中转录因子的相关性趋势呈现出完全相反的模式（图S4）。值得注意的是，黄色模块内转录因子的表达动态始终与采后贮藏期间RcPME基因表达量及PME酶活性的波动相一致。因此，本研究建立了一个综合相关性网络，将RcPME基因、PME酶以及这两个关键模块中的转录因子相互关联（图8B）。该分析揭示了众多转录因子与RcPME及PME之间存在强相关性，其中MYB、bZIP、ERF和NAC家族的转录因子尤为突出。在这些转录因子中，MYB家族成员在网络中表现出数量上的主导地位。针对13个已鉴定的RcMYB基因与RcPME1/2以及PME活性之间的相关性分析显示，其中7个（RcDIV2、RcMYB1、RcMYB4、RcMYB58、RcMYB61、RcMYB73a和RcMYB73b）与RcPME1/2及PME均呈显著正相关（图8C），而其余6个RcMYB基因则呈负相关。重要的是，RcPME2启动子区域被发现有丰富的MYB结合位点（图8E），这有力地表明这些RcMYB转录因子可能直接调控RcPME2基因的表达。

**图8. 阐明和验证R. chingii贮藏期间控制RcPME基因表达的调控网络。**（A）WGCNA分析得出的基因共表达模块分层聚类树状图。（B）展示RcPME基因、PME酶及相关转录因子之间相互作用的相关性网络。（C）探索RcMYB基因与RcPME1、RcPME2以及PME活性之间关系的相关性分析。（D）双荧光素酶报告实验证明RcMYB对RcPME2表达的调控作用；所有RcMYB变体均与SK对照组进行统计学比较："ns"表示无显著差异；*表示p < 0.05；**表示p < 0.01；***表示p < 0.001。误差线代表三个独立生物学重复的标准误SE。（E）RcPME2启动子上游2000 bp区域内MYB转录因子结合位点的鉴定。（F）酵母单杂交实验确认RcMYB与RcPME2p1、RcPME2p2和RcPME2p3启动子片段的结合。

随后的双荧光素酶报告实验表明，7个正相关性MYB转录因子中的大多数仅对RcPME2启动子产生轻微但具有统计学意义的转激活效应，其中仅RcDIV2诱导了显著更高的发光信号，表明其具有更强的调控能力（图8D和S5）。为精确定位这些MYB转录因子的直接结合位点，我们根据RcPME2启动子中各种MYB结合基序的位置构建了RcPME2p1、RcPME2p2和RcPME2p3，用于酵母单杂交验证（图8E）。值得注意的是，转化AD-RcMYB4后酵母生长受到抑制，提示其可能具有潜在毒性；因此，后续实验仅使用其余6个正向调控转录因子和唯一的一个负向调控因子RcMYB63进行。结果表明，RcPME2p1与RcMYB1、RcMYB58、RcMYB73a、RcMYB73b和RcMYB61结合（图8F）。与RcMYB73a的结合较弱，而与RcMYB61的相互作用最为强烈，这与双荧光素酶实验的发现一致。RcPME2p2与RcMYB1、RcMYB61、RcMYB73b和RcDIV2结合，且对RcDIV2具有特别强的亲和力。RcPME2p3仅与RcMYB1和RcMYB63相互作用。综合来看，这些结果表明RcPME2的表达受到一个复杂的MYB转录因子网络调控，其结合位点既具有共性也表现出特异性差异。此外，在所有受测RcMYB基因和RcPME2的启动子区域中均检测到大量ABA响应顺式元件（图S6）。进一步的RT-qPCR分析表明，RcPME2和RcMYB均响应ABA，但敏感性不同；它们分别在处理后3小时、6小时和9小时达到最高表达水平（图S7）。这一证据进一步支持了ABA是控制中国树莓采后软化的核心激素调控因子的假设，与图7F中的结果一致。

## 4. 讨论

作为一种独特的中国特有经济浆果物种，R. chingii兼具药用和食用价值，近年来引起了越来越多的市场关注（Shan等，2025；Wang等，2021）。然而，其在室温条件下极短的货架寿命已成为制约鲜果产业规模化发展的核心瓶颈（Shah等，2023）。以往关于悬钩子属浆果采后保鲜的研究主要集中于商业化栽培种，如红树莓和黑树莓（Huynh等，2019），对本土中国物种R. chingii采后劣变分子调控机制的系统研究尚属鲜见。本研究结合生理检测、多组学测序和分子功能验证，解析了室温和冷藏条件下果实性状的动态变化及潜在的调控通路，并鉴定出控制果实软化的核心MYB-RcPME2级联途径。本研究填补了R. chingii采后生物学研究的空白，并为开发针对性保鲜技术提供了理论支持。

与以往对树莓、蓝莓和草莓等其他易损浆果的研究结果一致，我们的生理数据证实，LT贮藏可以维持R. chingii的果实外观、减少重量损失、保持果实硬度并延缓劣变（J. Chen等，2025；M. J. Kim等，2015；Priyadarshi等，2024）。进一步对抗氧化系统的分析表明，R. chingii中抗氧化酶和非酶抗氧化物质的活性在贮藏期间先升后降，LT延迟了酶活性峰值的出现，并维持了贮藏中后期较高的抗氧化能力。这一结果与低温可以通过增强采后果实的抗氧化系统来减轻ROS损伤的普遍共识一致（J. Chen等，2025；Chen等，2026；Wei等，2025a）。与以往仅测量少量抗氧化指标的研究不同，我们系统地分析了整个抗氧化系统的动态变化，发现SOD、APX和POD对贮藏温度的敏感性更高，贮藏24小时后LT条件下的活性显著高于RT，这进一步证实了LT可以维持ROS产生与清除之间的动态平衡，从而延缓细胞膜损伤和衰老。

多组学整合分析揭示，RT贮藏显著激活了一系列与衰老相关的代谢通路，包括能量代谢、细胞壁降解和脱落酸生物合成，而LT则广泛抑制了这些通路的激活。能量代谢是推动果实采后衰老的核心生理过程（Wang等，2018）。采收后，果实仍维持着旺盛的呼吸代谢，持续降解碳水化合物以提供能量，同时伴随着营养物质的消耗和衰老的加速（Wei等，2025b；Zhang等，2017）。本研究发现，编码淀粉和蔗糖降解、糖酵解及三羧酸循环关键酶基因在RT贮藏期间持续上调，而LT显著抑制了这些基因的表达。这一结果表明，LT通过降低能量代谢速率和呼吸消耗来延缓果实衰老，这与在其他果实中的研究发现一致（Cao等，2025；Sati等，2024；Wang等，2025）。我们系统地绘制了能量代谢通路的基因表达变化图谱，加深了对LT如何调控采后R. chingii能量代谢的理解。

由细胞壁降解引起的果实软化是影响采后R. chingii商业价值最重要的品质变化。以往对其他悬钩子属物种的研究表明，果胶降解是果实软化的核心驱动因素，PME、PG等果胶降解酶在此过程中发挥关键作用（Chen等，2024；Chizk等，2023；Shah等，2023）。我们的研究发现，在R. chingii中，核心果胶降解基因RcPME2在RT贮藏期间表现出极其显著的上调，其表达量较采收初始阶段增加了2000倍以上，而LT则强烈抑制了RcPME2的上调，这与原果胶含量的动态变化和PME酶活性变化一致。这一结果证实了RcPME2介导的果胶降解是导致R. chingii采后软化的核心分子事件。更重要的是，我们通过WGCNA构建了转录因子共表达网络，并鉴定出多个与RcPME2表达和PME活性显著正相关的MYB转录因子。通过双荧光素酶报告和酵母单杂交实验，我们证实了包括RcMYB1、RcMYB61、RcMYB73b和RcDIV2在内的多个MYB转录因子直接结合RcPME2启动子并激活其表达。其中，RcMYB61和RcDIV2分别与RcPME2p1和RcPME2p2表现出最强的结合力。以往研究表明，MYB转录因子通过激活细胞壁降解基因的表达参与调控草莓（Cai等，2021）、苹果（Yang等，2025）及其他果实（Liu等，2026a）的软化过程，但本研究首次表征了R. chingii中与果胶降解相关的MYB转录因子并验证了它们与关键软化基因RcPME2的调控互作，为后续R. chingii耐储性的遗传改良提供了重要靶基因。值得注意的是，RcMYB63作为RcPME2的转录抑制因子发挥作用。尽管酵母单杂交实验验证了其与RcPME2p3片段的结合，但双荧光素酶实验显示其降低了启动子活性，这与WGCNA中观察到的RcMYB63与RcPME2之间的负相关性一致。激活型MYB和抑制型RcMYB63共同构成了一种拮抗性调控模块。在RT条件下，激活型MYB占主导地位，诱导RcPME2高表达以加速软化；而LT则抑制激活型MYB并维持RcMYB63的表达，从而抑制果胶降解。

在激素调控方面，我们发现乙烯生物合成通路关键基因在R. chingii采后衰老期间表达量未显著增加，而ABA生物合成通路的关键基因NCED在RT贮藏期间表现出极其显著的上调，且在LT条件下受到强烈抑制。外源ABA处理进一步验证了这一调控联系：RT-qPCR定量结果显示，ABA处理后软化激活型RcMYB及下游RcPME2的转录水平显著升高，在处理后6至9小时达到峰值。在RcPME2和所有受测RcMYB基因的启动子中均鉴定出大量ABA响应顺式元件。

结合已验证的这些MYB转录因子与RcPME2启动子之间的物理结合关系，我们的数据表明，ABA可能是驱动果实软化的主要激素信号，而非乙烯。该结果表明，R. chingii是典型的非呼吸跃变型果实，其采后衰老主要由ABA而非乙烯调控，这与大多数浆果类果实（如草莓和覆盆子）的特征一致（álvarez et al., 2023, Perotti et al., 2023）。我们的结果进一步在转录组水平上确认了R. chingii的这一特征，并揭示了低温处理（LT）通过抑制ABA生物合成来延缓衰老，从而丰富了对非呼吸跃变型浆果采后衰老的激素调控机制的认识。需要注意的是，本研究仍存在一定的局限性。首先，我们的研究仅关注了两种储存条件（室温RT和常规低温LT）下的品质变化及调控机制。其他常见保鲜技术（如气调包装和可食性涂层）的调控机制尚需进一步探究。其次，我们将验证局限于MYB转录因子对RcPME2的体外调控效应；这些因子的体内功能尚需通过基因编辑和过表达等遗传学实验进行验证。在未来的研究中，我们旨在深入探索关键调控基因的功能，并考察靶向RcPME2调控网络所实现的保鲜效果，从而加速将这些发现转化为工业应用。

5. 结论

新鲜的R. chingii果实在常温储存条件下迅速劣变，伴随严重的失重、组织软化和腐烂，极大降低了其商业价值。生理指标测定证实，RT触发细胞壁降解和氧化酶活性升高，而LT有效缓解了这些不良衰老过程。多组学联合分析揭示了采后成熟过程中涉及能量周转、苯丙烷合成、角质素形成和细胞壁代谢的广泛转录和代谢重塑。在所有软化相关基因中，RcPME2被确认为驱动果胶降解的核心效应因子。在机制上，冷处理抑制了软化激活型RcMYB转录因子的转录，进而下调RcPME2表达，抑制ROS过度积累，维持细胞壁结构的完整性（图9）。本研究阐明了MYB-RcPME2级联调控途径在LT延缓果实软化中的作用机制，为开发靶向保鲜技术和推进R. chingii的产业化利用提供了基础理论支持。

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图9. 驱动R. chingii果实在常温储存期间软化与劣变的分子机制，以及低温处理延缓该过程的调控机制。

CRediT作者贡献声明

Shi YuJie：写作——审阅与编辑，写作——初稿撰写，可视化，验证，指导，软件，资源，项目管理，方法论，调查，经费获取，形式化分析，数据整理，概念化。Wei Lijuan：写作——审阅与编辑，软件，资源，方法论，数据整理，写作——审阅与编辑，资源，项目管理，经费获取，概念化。Zhao Wenxuan：可视化，数据整理。Zhao Huifang：方法论，形式化分析。Zhang Shumeng：调查。Qiu Yingjie：形式化分析。Xin Yue：软件。Zeng Wei：写作——审阅与编辑，资源，项目管理，经费获取，概念化。

Shi YuJie | Wei Lijuan | Zhao Wenxuan | Zhao Huifang | Zhang Shumeng | Qiu Yingjie | Xin Yue | Zeng Wei